The Biologist
(Lima)
ISSN Versión Impresa 1816-0719
ISSN Versión en linea 1994-9073 ISSN Versión CD ROM 1994-9081
ORIGINAL ARTICLE /ARTÍCULO ORIGINAL
IN VITRO MICROPROPAGATION OF CAPSICUM BACCATUM VAR. PENDULUM
MICROPROPAGACIÓN IN VITRO DE “AJÍ MIRASOL”, CAPSICUM BACCATUM VAR.
PENDULUM
1 1
Antonietta Gutierrez-Rosati & BetsabeVega
1Centro de Investigación en Recursos Genéticos, Biotecnología y Bioseguridad- CIRGEBB, Facultad de Ciencias,
Universidad Nacional Agraria La Molina.
Av. La3 Molina s/n, La Molina, Lima 12 – Perú.
antonietta@lamolina.edu.pe
The Biologist (Lima), 14(2), jul-dec: 171-181.
171
ABSTRACT
Keywords: Ají mirasol – Capsicum baccatum – in vitro micropropagation
This study established the protocol for the introduction and in vitro micropropagation of “Ají
Mirasol”, Capsucum baccatum var. pendulum, by using mature sexual seeds. C. baccatum var.
pendulum seeds from various sources were used: seeds sold commercially and seeds extracted
from fresh fruits purchased from two different fruit markets. The optimal protocol for seed
disinfection used 2% concentration of sodium hypochlorite, as a sterilizing solution, in which
seeds are immersed for 20 minutes. Germination of seeds and in vitro micropropagation of
Capsicum baccatum were done using Murashige and Skoog (MS, 1962) medium, and explants
were grow at 23 ± 2°C under an 8:16 h photoperiod.
RESUMEN
Palabras clave: Ají escabeche – Capsicum baccatum – in vitro micropropagación
El estudio logró establecer el protocolo de introducción a condiciones in vitro y la
micropropagación del “Ají Mirasol”, Capsicum baccatum var. pendulum, mediante la
germinación in vitro de semillas sexuales maduras. Se utilizaron semillas de C. baccatum var.
pendulum de varios orígenes: semillas expendidas comercialmente y semillas frescas extraídas
de frutos adquiridos en dos mercados de verduras frescas. El protocolo de desinfección de
semillas, utiliza como solución esterilizadora el hipoclorito de sodio al 2% de concentración, al
cual se sumergen las semillas durante 20 min. Las semillas germinaron en un 100% y las yemas
lograron desarrollarse eficazmente (microprogación) en el medio de Murashige y Skoog (MS,
1962), cultivadas a 23± 2°C y 8/16 h de fotoperiodo.
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The Biologist (Lima). Vol. 14, Nº2, jul-dec 2016
Gutierrez-Rosati & Vega
Capsicum pubescens, Capsicum frutescens y
Capsicum annuum, la última de las cuales
agrupa la mayor diversidad de ajíes cultivados
o silvestres (Hernandez 1982, Alfonso 1993).
Capsicum baccatum var. pendulum, conocido
con los nombres comunes de: Ají Escabeche,
Ají Amarillo, Aji Cristal, Aji Verde, Cuerno de
Oro o Cumbai (Fig. 1) es originario de Perú, en
donde tiene uso ancestral, desde hace 8500
años aC (Eshbaugh 1968, 1970).
Los ajíes, también denominados “Chilis” en
algunos países de América, pertenecen a la
familia Solanaceae, genero Capsicum. El
género Capsicum consta de cerca 25 especies
silvestres y cinco especies que han sido
colectadas y domesticadas (Andrews 1984,
Sanatombi & Sharma 2007). A nivel mundial
son cinco las especies mas cultivadas:
Capsicum baccatum, Capsicum chinense,
INTRODUCCIÓN
Figura 1. “Ají escabeche” Capsicum baccatum var. pendulum.
fitoquímicos que tienen un efecto benéfico
sobre la salud (Guzmán & Paredes 1998).
Según Dillard & Germán (2000), dentro de los
compuestos que se extraen del ají se
encuentran los ácidos fenólicos, de los cuales
se sabe reducen el riesgo de contraer cáncer,
problemas cardiovasculares y otras
enfermedades crónicas degenerativas.
Adicionalmente existen reportes que indican
que el ají es usado en la elaboración de
Su ancestro silvestre es C. baccatum var.
baccatum, conocido como Arivivi, es común
en Bolivia y el norte de Argentina y con
poblaciones atípicas en Perú y Paraguay
(Russo 2012). Capsicum baccatum var.
pendulum tiene una enorme importancia
económica, por su comercialización como
producto fresco, seco, o como fuente de
colorantes naturales, de los cuales se elaboran
pinturas y cosméticos. También es fuente de
extracción de capsaicina y otros compuestos
173
Si bien la literatura hace referencia al cultivo
de tejidos y regeneración de plántulas in vitro
de diferentes especies del género Capsicum
(Sanatombi & Sharma 2007, Swamy et al.
2014), no se han encontrado estudios de
cultivo de tejidos en C. baccatum var.
pendulum.
Las respuestas morfogénicas de las células y
tejidos vegetales y por ende, la capacidad
regenerativa de los mismos, son genotipo
dependiente. Es por ello que los medios de
cultivo reportados en la literatura para otras
especies no necesariamente darán respuesta
positiva en C. baccatum var. pendulum. Es por
ello que el presente estudio parte con la
experimentación con medios básicos y en base
a la respuesta observada, suplementar la
fórmula con fitohormonas, hasta conseguir la
formulación y estandarización de protocolos
de introducción y multiplicación in vitro de la
variedad pendulum de C. baccatum.
Sanatombi & Sharma (2007) con Capsicum
annuum L. cv. 'Morok Amuba' mencionan la
utilización de medios de cultivo diferentes
para las fases de inducción de yemas,
elongación y proliferación de brotes así como
el enraizamiento. Para la inducción de yemas
utilizaron el medio MS suplementado con
z e a t i n a ( Z e a ) , s e g u i d o d e 6 -
benzylaminopurina (BAP) en combinación
con AIA (indole-3-ácido acético). El
enraizamiento fue inducido utilizando el
medio MS suplementado con IBA. Swamy et
al. (2014), trabajando la propagación in vitro
de cinco variedades de C. annuum, lograron
germinar semillas en medio MS suplementado
con BAP y ANA (ácido α-naftaleno acético) o
AIA. Las plántul a s fueron luego
micropropagadas en medio MS suplementado
con BAP y AIA.
Se ha trabajado la producción in vitro de
plántulas de Capsicum chinense Jacq.
utilizando el medio MS suplementado con
citoquininas y auxinas. Se registró la
medicamentos en forma de cremas y pastas,
utilizados para aliviar dolores musculares
causados por la artritis, elaboración de
shampoo y pildoras en base a capsaicina (Maga
1975, Baum 1981).
El cultivo de Capsicum destaca por su
facilidad de adaptarse a diversos climas, así
como a la pequeña y mediana producción ya
que no requiere de técnicas muy avanzadas
para su cultivo (Hernandez 1982, Alfonso
1993). La producción y productividad del ají
en general y del ají escabeche en particular
afrontan serias dificultades. Las semillas son
germinadas en almácigos, período en el cual
deben adoptarse enormes cuidados ya que las
plántulas son muy susceptibles al ataque de
hongos, bacterias y virus que pueden originar
gran cantidad de pérdidas.
Una enfermedad común a nivel de almácigos
es el ataque de un complejo de hongos
(Pythium spp, Rhizoctonia spp. y Fusarium
spp.), enfermedad conocida como “damping-
off”. En el campo, el cultivo puede ser atacado
por insectos como “el picudo” (Anthonomus
eugenii C.), el cual daña los frutos produciendo
su caída (Uvalle 1985, DeWitt & Bosland
1993). Otro problema que afronta el agricultor
es la pobre disponibilidad de semilla de calidad
en el mercado local. Muchos agricultores
utilizan semilla de frutos cosechados en la
campaña anterior con la consiguiente pérdida
de uniformidad y baja productividad, producto
de la heterocigosidad de las semillas F de
2
plantas alógamas.
La utilización de una herramienta
biotecnológica como es el cultivo de tejidos in
vitro para la multiplicación de genotipos élites,
F1, de C. baccatum var. pendulum podría ser
una buena alternativa para el control y
diseminación de enfermedades que se
presentan en las diferentes etapas del cultivo y
la disponibilidad de semillas y/o plántulas de
buena calidad.
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Capsicum in vitro micropropagation
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baccatum var. pendulum (Código de
laboratorio - A1). Según la descripción del
producto, estas fueron tratadas con fungicida
de acuerdo a estándares internacionales; (2)
Sernillas extraídas de frutos frescos de C.
baccatum var. pendulum comprados en
SUPERMERCADO (Código de laboratorio-
A2); y, (3) Semillas extraídas de frutos frescos
de C. baccatum var. pendulum comprados en
mercado local de expendio (Código de
laboratorio- A3).
Los frutos fueron llevados al laboratorio en
donde se lavaron y se procedió a extraer las
semillas, lavarlas y desinfectarlas. Las
semillas fueron sometidas a dos diferentes
tratamientos de desinfección a fin de
determinar el protocolo de introducción de
material vegetal a condiciones in vitro. Los dos
tratamientos de desinfección de semillas
probados se basaron en la utilización de dos
concentraciones diferentes del agente
esterilizante:1.-Hipoclorito de Sodio (NaClO)
al 2% y 2.- Hipoclorito de Sodio (NaClO) al
5%. Para ambos tratamientos las semillas se
lavaron tres veces con agua jabonosa, luego se
sumergieron en alcohol al 70% durante 5 seg,
enseguida se sumergieron en una de las dos
concentraciones de solución de NaClO (2% y
5%) que contenía 2 gotas de tween 20. En estas
soluciones desinfectantes permanecieron
durante 20 min con agitación continua.
Transcurrido éste tiempo se realizó tres
enjuagues de las semillas con agua destilada
estéril y se sembraron en condiciones de
asepsia en Cámara de Flujo Laminar sobre
medio Murashige & Skoog (MS) (1962), a
razón de 5 a 8 semillas por frasco. Los frascos
fueron cultivados a 20±2°C de temperatura y
8/16h de fotoperiodo y una intensidad
luminosa de 2000 lux generados por tubos
fluorescentes día de 30 Watts.
Las evaluaciones llevadas a cabo fueron
número de semillas germinadas, describiendo
porcentaje de germinación a lo largo del
tiempo. Una vez germinadas las semillas y
producción de yemas con BAP, 2.4.D (ácido
2,4-dichlorophenoxyacético) y ANA, y para
lograr el enraizamiento de los brotes se empleó
el medio MS suplementado con IBA
(Sanatombi & Sharma 2008, Gayathri et al.
2015). Orlinska & Nowaczyk (2015),
trabajando con cuatro genotipos de Capsicum,
3 genotipos de C. annuum y un cruce
interespecifico de (C. frutescens L. × C.
annuum), obtuvo las mejores respuestas de
regeneración utilizando el medio MS
suplementado con IAA (indole-3-acetic acid).
El trabajo de investigación ejecutado, se
desarrolla con una especie no antes trabajada in
vitro, y siendo originaria y muy importante
para los trabajos de mejoramiento genético en
Perú, se torna de importancia los resultados, ya
que permite contar con protocolos para la
introducción y multiplicación in vitro de
plántulas y establecimiento de bancos
genéticos. En el proceso de estudio, se
consideró importante adoptar protocolos
sencillos, posibles de ser replicados por
cualquier laboratorio y programa de
mejoramiento genético. Con éste aporte se
pretenden establecer una base biotecnológica
para el desarrollo de plantas con resistencia a
agentes bióticos y abióticos; así como
favorecer algunas características hortícolas
como es la mejora de la productividad, tan
importante en las especies cultivadas.
El objetivo del estudio fue establecer un
protocolo para la introducción in vitro de C.
baccatum var. pendulum, así como los medios
para su micropropagación, utilizando como
fuente vegetal semillas sexuales de diferentes
procedencias.
Durante el mes de setiembre del año 2015 se
obtuvo material vegetal consistente en: (1)
Semillas comerciales marca ALABAMA de C.
MATERIALES Y MÉTODOS
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yemas terminales y sin hojas cotiledonales; B.
epicótilos sin yemas terminales y con hojas
cotiledonales y C. epicótilos sin yemas
terminales y sin hojas cotiledonales (Fig. 2.).
desarrollada la primera hoja verdadera, se
procedió a seccionarlas trasversalmente bajo
condiciones de asepsia, se eliminó la raíz y se
obtuvieron los explantes: A. epicótilo con
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Capsicum in vitro micropropagation
Figura 2. Explantes cortados. A. epicótilo con yemas terminales y sin hojas cotiledonales, B. epicótilos sin yemas terminales y
con hojas cotiledonales y C. epicótilos sin yemas terminales y sin hojas cotiledonales.
pendulum dieron buenos resultados; cero
(0%) de contaminación; por dicha razón y a fin
de elegir uno de ellos, se tomó en
consideración la conveniencia de utilización
de menor cantidad del agente químico,
asimismo se evaluaron algunos parámetros
como la velocidad en la germinación a través
del contaje de número de semillas germinadas
a los 4, 7, 8, 9, 10, 11 y 14 días después de la
siembra (Tabla 1), se consideró la emergencia
del hipocotilo para la identificación de la
germinación, pudiéndose observar que las
semillas alcanzan un porcentaje de
germinación mayor al 90% entre el séptimo y
octavo día de sembradas.
Un dato adicional observado en los registros es
que las semillas extraídas de frutos frescos,
(A2 y A3) germinan mucho más rápido
respecto a las semillas secas comerciales (A1).
(Fig. 3-4 y Tabla 1).
Los diferentes explantes fueron sembraron
sobre medio sólido de MS, y se incubaron a
20±2°C y 8/16h fotoperiodo y una intensidad
luminosa de 2000 lux. Se evaluó la
sobrevivencia de los explantes, el crecimiento
de parte aérea y radicular y buena arquitectura
de la planta, así como número de días que toma
la planta para alcanza su máximo desarrollo,
encontrándose lista para su micropropagación.
Las plántulas, fueron seccionadas en
microesquejes que contenían yemas apicales o
axilares, sembradas sobre medio de MS, bajo
las mismas condiciones ambientales que los
explantes.
Desinfección de las semillas
Los dos tratamientos utilizados para la
desinfección de semillas de C. baccatum var.
RESULTADOS
176
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
4 6 7 8 9 10 11 14
Dias después de la siembra
A1
A2
A3
Porcentaje de germinación (%)
Figura 3. Porcentaje de germinación de A1, A2 y A3 con el tratamiento de 2% de NaClO.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
4 6 7 8 9 10 11 14
Porcentaje de germinación (%)
Días después de la siembra
A1
A2
A3
Figura 4. Porcentaje de germinación de A1, A2 y A3 con el tratamiento de 5% de NaClO.
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cotiledones, B. epicótilos sin yema terminal,
C. epicótilos sin cotiledones y yema terminal
(Fig. 6).
Las plántulas fueron seccionadas, eliminando
la parte radicular, generando explantes
conformados por: A. epicótilos sin
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Capsicum in vitro micropropagation
Tabla 1. Número de semillas A1, A2 y A3 germinadas después de la siembra, con tratamientos de 2% y 5 % de
NaClO.
Número de semillas germinadas
Días Número total
de semillas
Semillas 2% 5%
A1 75 54
A2 69 9
A3 72 72
4
2% 5%
- 1
- -
- -
6
2% 5%
6 1
25 -
- -
7
2% 5%
17 8
56 9
48 61
8
5%
19
9
2%
41
65
65 67
9
2% 5%
55 35
68 9
70 68
10
2% 5%
66 40
69 9
71 68
11
2%
67
69
71
5%
44
9
68
14
2% 5%
72 52
69 9
71 68
germinación, se esperó el desarrollo de la
primera hoja verdadera (Fig. 5), señal para
proceder a realizar la primera propagación.
Micropropagación in vitro
Las plántulas desarrolladas a partir de la
siembra de semillas in vitro, crecieron
óptimamente en el medio MS. Luego de la
Figura 5. Germinación in vitro, semillas de C. baccatum var. pendulum.
178
seccionadas bajo condiciones de asepsia, cada
explante estuvo conformado por una yema, sea
ésta apical o axilar, las mismas que desarrolló
formando una plántula adulta. De ésta forma se
mantuvo un ritmo de micropropagación cada
20 a 22 días con una tasa promedio de seis
explantes por plántula.
Los explantes colocados en medio MS,
desarrollaron adecuadamente y al cabo de 20
días de sembrados alcanzaron una altura entre
12 a 15 cm, con cinco a seis entrenudos y con
una perfecta arquitectura de planta, listas para
ser nuevamente micropropagadas (Fig. 7). Las
plántulas con 20 días de edad fueron
Figura 6. Siembra de explantes A, B y C en medio MS 1962.
Figura 7. Plántula de C. baccatum var. pendulum, obtenida de la germinación de semilla in vitro en medio Murashige y Skoog
(MS).
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Capsicum in vitro micropropagation
que las semillas comerciales registraron un
porcentaje de viabilidad del 96%, decremento
probablemente debido al tiempo que tiene la
semilla de guardada. A diferencia de lo
reportado por diferentes autores quienes
hicieron germinar las semillas en papel filtro,
en el trabajo de investigación las semillas
fueron sembraron sobre MS, a fin de asegurar
que las plántulas tuvieran un sustrato rico y
desarrollaran en excelente estado fisiológico
par a l a s s u b s i gui e n t e s e t a p a s d e
multiplicación. Asimismo las semillas
germinaron baso fotoperíodo (16/8 h luz) y no
en oscuridad como lo indican (Sanatombi &
Sharma 2008, Gayathri et al. 2015).
Para la germinación de las semillas, no se
utilizó ningún agente para la ruptura de
dormancia y/o uso de reguladores de
crecimiento como se menciona en la literatura
para otras especies (Swamy et al. 2014). Las
semillas, lograron germinar adecuadamente
sobre el medio de MS. El mismo medio
permitió el crecimiento y desarrollo de
plántulas, las que mostraron una adecuada
arquitectura de la parte aérea y radicular
(Figuras 8 y 9).
Para la esterilización de las semillas sexuales a
ser introducidas a condiciones in vitro se
probaron dos tratamientos, los cuales se
diferencian en la concentración de la solución
desinfectante (NaClO). Ambos tratamientos
dieron buenos resultados, por lo que no fue
necesario utilizar tratamientos más fuertes e
invasivos como ser el uso de soluciones
bactericidas y/o fungicidas (Sanatombi &
Sharma 2008, Gayathri et al. 2015) o la
utilización de solución de Cloruro de Mercurio
(Sanatombi & Sharma 2008).
De los tratamientos de desinfección de semilla
utilizados (2% y 5%); se eligió aquel que
utiliza 2% de hipoclorito de sodio, debido a
que siendo la menor concentración de
sustancia esterilizadora, el tratamiento es
menos invasivo para la semilla. Por otro lado,
según registro (Tabla 1), se pudo observar que
el incremento de hipoclorito de sodio de 2% a
5% tiene un ligero efecto negativo sobre la
germinación de las semillas.
Las semillas extraídas de frutos frescos
presentan una viabilidad del 100%, mientras
DISCUSIÓN
B
Figura 8. Plántulas desarrolladas. A. Parte aérea. B. Parte radicular.
180
Figura 9. Plántula luego de 20 días de propagada.
Una forma eficiente de introducir C. baccatum
var. pendulum a condiciones in vitro es a través
de la germinación in vitro de semillas sexuales.
El tratamiento óptimo para la esterilización de
la semillas y que además es el menos invasivo
consiste en: extracción de semillas de frutos
frescos; lavado de semillas con agua jabonosa;
enjuague con abundante agua de caño; lavado
de semillas con alcohol al 70% durante 5 seg;
sumergir semillas en solución esterilizante de
2% hipoclorito de sodio NaClO, con dos gotas
de Tween 20, durante 20 min; enjuagar
semillas con agua destilada estéril por tres
veces. Para la germinación de las semillas no
es necesario colocarlas en oscuridad o utilizar
tratamientos alguno para romper dormancia.
Los explantes crecen y forman plantas
vigorosas al ser cultivadas sobre medio MS, a
20 ±2°C de temperatura y 8/16h de fotoperiodo
y una intensidad luminosa de 2000 lux. Los
explantes forman plantas vigorosas y se
encuentran listas para el siguiente ciclo de
propagación a los 22 días de sembrados. El
medio MS ha mostrado ser el adecuado tanto
para la germinación de las semillas como para
el establecimiento y multiplicación de
plántulas in vitro de C. baccatum var.
pendulum, y no requiere la adición de
reguladores de crecimiento en el medio de
micropropagación in vitro.
Alfonso, J. 1993. Cultivo de chile tabasco.
Guía sobre la producción de chile
tabasco para exportación. Fundación
Hondureña de investigaciones agrícolas,
San Pedro Sula, Honduras, HN. pp. 9-15.
Andrews, J. 1984. Peppers: The domesticated
Capsicums. University of Texas Press,
Austin. Texas. pp. 14-17.
Baum, S.J. 1981. Introducción a la química
orgánica y biología. Compañía editorial
continental, Mexico, MX. pp. 286-288.
DeWitt, D. & Bosland, P. 1993. The Pepper
Garden, from the sweetest bell to the
Hotest Habanero. Ten Speed Press,
Berkeley California, US. pp. 23-220.
Dillard, C.J. & German, J.B. 2000.
Phytochemicals: nutraceuticals and
human health. The Journal of the Science
of Food and Agriculture, 80:1744-1756.
Eshbaugh, W.A. 1968. A nomenclatural note
on the genus Capsicum. Taxon, 17: 51-
52.
Eshbaugh, W.A. 1970. A biosystematics and
evolutionary study of Capsicum
baccatum (Solanaceae). Brittonia, 22:
31-43.
Gayathri, N.; Gopalakrishnan, M. & Sekar, T.
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
The Biologist (Lima). Vol. 14, Nº2, jul-dec 2016
Gutierrez-Rosati & Vega
181
The Biologist (Lima). Vol. 14, Nº2, jul-dec 2016
Capsicum in vitro micropropagation
2015. In vitro micropropagation of
Capsicum Chinense Jacq. (Naga King
Chili). Asian Journal of Plant Science
and Research, 5: 13-18.
Guzmán, S. & Paredes, O. 1998. Functional
products of plant indigenous to Latin
America: Amaranth, quinoa, common
beans and botanicals. In: Functional
Foods- Biochemical & Processing
Aspects. Mazza, G. (Eds.). Technomic.
Publishing Co., Inc., Lancaster, PA. pp.
293-328.
Hernández, A. 1982. Influencia de la densidad
de población sobre el rendimiento de la
calidad del chile (Capsicum annuum L).
Tesis Ingeniería Agrónomo. Facultad de
Agronomía, Universidad Autónoma de
Nuevo Leon, Mexico, MX. 59 p.
Sanatombi, K. & Sharma, G. 2008. In vitro
propagation of Capsicum chinense Jacq.
Biologia Plantarum, 52: 517-522.
Maga, JA. 1975. Capsicum. Critical Reviews
in Food Science and Nutrition, 6:177-
199.
Orlinska, M. & Nowaczyk, P. 2015. In vitro
plant regeneration of 4 Capsicum spp.
genotypes using different explant types.
Turkish Journal of Biology, 39:60-68.
Murashige, T. & Skoog, F. 1962. A revised
medium for rapid growth and bioassays
with tobacco tissue culture. Physiologia
Plantarum, 15: 473-497.
Russo, V.M. 2012. Peppers: botany,
production and uses. USDA/ARS. pp.
21-24.
Sanatombi, K. & Sharma, G.J. 2007.
Micropropagation of Capsicum annuum
L. Notulae Botanicae Horti Agrobotanici
Cluj-Napoca, 35: 57-64.
Swamy, S.; Krupakar, A.; Chandran, D.S. &
Koshy, E.P. 2014. Direct regeneration
protocols of five Capsicum annuum L.
varieties. A f r i c a n J o u r n a l o f
Biotechnology, 13: 307-312.
Uvalle, G.C. 1985. Técnicas de producción de
cultivo de chile habanero en la zona
henequenera. Tesina de licenciatura.
Instituto Tecnológico Agropecuario
(ITA). No.2 . Conkal, Yuc. MX. 43 p.
Received April 17, 2016.
Accepted July 11, 2016.
