The Biologist
(Lima)
ISSN Versión Impresa 1816-0719
ISSN Versión en linea 1994-9073 ISSN Versión CD ROM 1994-9081
ORIGINAL ARTICLE /ARTÍCULO ORIGINAL
KARYOTYPIC VARIATION AND CELLULAR MALFORMATION IN THE AFRICAN
RHODES GRASS CHLORIS GAYANA (GRAMINEAE) IN MEXICO
VARIACIÓN CARIOTÍPICA Y MALFORMACIONES CELULARES EN EL ZACATE
RHODES AFRICANA CHLORIS GAYANA (GRAMINEAE) EN MÉXICO
1 1,2* 3
Rosa Isela De la cruz-Izquierdo ; Javier Hernández-Guzmán & Alfredo Arias-Trinidad
1 ra.
Instituto Tecnológico Superior de Comalcalco, carretera vecinal Comalcalco-Paraíso Km 2.0, Ra. Occidente 3 Sección, CP.
86650, Comalcalco, Tabasco, México. Correo electrónico: *jhernandez-guzman@hotmail.com
2 División Académica de Ciencias Biológicas, Universidad Juárez Autónoma de Tabasco, Villahermosa, CP. 86150, Tabasco,
3
México. Colegio de Postgraduados, Campus Tabasco, Periférico Carlos A. Molina s/n, C.P. 86500, H. Cárdenas, Tabasco,
México.
The Biologist (Lima), 14(1), jan-jun: 65-73.
65
ABSTRACT
Keywords: cellular malformation – Chloris gayana – chromosome – karyotype –micronucleus
In Tabasco State, Mexico, there are several reports of the toxicological effects of contaminants with
sources of organochlorine pesticides, hydrocarbons and heavy metals. All existing reports from
Tabasco State (Mexico) are from wildlife, and currently there is not a report in the local flora. The
technique of conventional plant root cell cytogenetics of Chloris gayana, African Rhodes grass
common from southeastern of Mexico was utilized. Three different karyotypes were identified:
2n=10 chromosome (four submetacentric “sm”+ six telocentric “t”), 2n=20 chromosome (4sm+16t),
and 2n=20 chromosomes (6sm+14t). Also, from the intracellular analysis of C. gayana, seven
malformations were identified: diploid cells, triploid cells, tetraploid cells, micronucleus,
nucleoplasmic bridge, cell elongation and apoptosis. Cell defects occurred in 35.04% of 2269 cells.
The variation of karyotypes in C. gayana can be considered abnormal according to polyploidy and
evolution of the Chloris group, however, cells defects are attributed to exposure to particulate
pollutants prevalent in the study area.
En el Estado de Tabasco, México, existen diversos reportes de los efectos toxicológicos de
contaminantes con orígenes de pesticidas organoclorados, hidrocarburos y metales pesados. Todos
los reportes existentes en el Estado de Tabasco, México son en fauna silvestre y en la actualidad no
existe reporte en la flora local. Se utilizó la técnica de citogenética vegetal convencional con células
de raíces de la especie Chloris gayana, zacate común africana del sureste mexicano. Se identificaron
tres cariotipos diferentes: 2n=10 cromosomas (cuatro submetacéntricos “sm”+ seis telocéntricos
“t”), 2n=20 cromosomas (4sm+16t) y 2n=20 cromosomas (6sm+14t). También, en el análisis
intracelular de C. gayana se identificó la presencia de siete malformaciones: células diploides,
células triploides, células tetraploides, micronúcleos, puentes nucleoplásmicos, alargamiento celular
y apoptosis. El porcentaje de malformaciones celulares se registró en 35,04% de 2269 células. La
variación de cariotipos en C. gayana puede considerarse anormal de acuerdo con las características
poliploides y evolutivas del grupo Chloris, sin embargo, las malformaciones celulares se atribuyen a
la exposición de partículas de contaminantes predominantes del área de estudio.
RESUMEN
Palabras clave: cariotipo – cromosoma – Chloris gayana – malformación celular – micronúcleo.
Tabasco es uno de los estados del sureste
mexicano en el cual existen diversas
actividades industriales y donde se ha
registrado numerosos estudios de casos del
impacto de contaminantes diversos a la
biodiversidad local y a la diversidad de
ecosistemas (Olguín et al. 2007, Pinkus-
Rendón & Contreras-Sánchez 2012). El
impacto de la contaminación por residuos
pesticidas, metales pesados e hidrocarburos ha
ocasionado daños importantes en la integridad
de la información genética de la biodiversidad
tabasqueña, en el sur de México (Gold-
Bouchot et al. 1995, Calva & Torres 1998,
Castañeda-Chávez et al. 2014).
Las anomalías intracelulares se han registrado
en su totalidad exclusivamente en grupos
taxonómicos de la fauna nativa de Tabasco,
México; ya que los estudios citogenéticos y de
biología celular en general se concentran en
moluscos, peces, anfibios y reptiles
(Hernández-Guzmán et al. 2011). Las
alteraciones intracelulares más comunes que
se han registrado en la biodiversidad nativa,
son la presencia de variación en fórmulas
cromosómicas, número fundamental (NF)
atípico en los cariotipos y presencia de
microcromosomas tipo “B” (Arias-Rodríguez
et al. 2009, Indy et al. 2010, Hernández-
Guzmán et al. 2014). Sin embargo, no existen
registros oficiales en la flora local.
La presente investigación en la especie Chloris
gayana (Kunth), se llevó a cabo de acuerdo a la
importancia internacional y local que
caracteriza a la gramínea en diversos sectores
agrícolas, actividad que diversos municipios
del Estado de Tabasco son partícipes para el
desarrollo económico y agrícola. Además, la
carencia de estudios en este grupo taxonómico
de la biodiversidad tabasqueña y la nula
información científica local, se llevó a cabo la
determinación cariotípica y análisis de
66
detección de malformaciones celulares en el
Zacate Rhodes Africana Chloris gayana
(Gramineae) y contribuir con información
biológica inédita de la especie.
Área de estudio
La colecta de los especímenes de C. gayana se
efectuó en el quemador de batería y
compresora Castarrical (Mechón de actividad
petrolera) ubicado en el poblado Zaragoza
tercera sección, carretera Cocohital, municipio
de C om a lc al co , Ta ba sc o, M éx i co
(18°23'10.2''N y 93°18'35.8''O). Utilizando el
método aleatorio simple por conglomerados en
2
una extensión de 60 m , en la cual se trabajaron
2
en total 36 conglomerados de 10 m .
Técnica citogenética
Se empleó el método de citogenética para
plantas (Strydom & Spies 1994). La raíz fue
liberada del tallo para que posteriormente en
un mortero con agua destilada se disgregara el
tejido. Después, se vertió la muestra obtenida
en microtubos de 2,0 mL, donde las células se
dejaron a exposición en solución hipotónica al
2,0% (citrato de sodio + agua destilada)
dejando reposar durante 1 h. Posteriormente,
se preparó solución fijadora compuesta por
metanol y ácido acético en proporción 4:1, la
cual se aforó a 1,5 mL, dejando reposar por 30
minutos. Después, la muestra se dejó prefijar
durante 72 h. Pasado el tiempo necesario, se
procedió a la centrifugación de las muestras a
7000 rpm durante 10 min. Posteriormente, se
agregó 0,5 mL de solución fijadora, este
proceso se llevó a cabo por tres repeticiones
con 24 h de exposición y reposo. Una vez que
la solución de las muestras de raíces quedaron
lo más blanquecino posible, se realizaron
goteos en portaobjetos desde una altura
aproximada de 1,5 m, para la observación de
células y dispersiones aisladas. Seguidamente,
los portaobjetos fueron flameados con un
INTRODUCCIÓN
MATERIALES Y MÉTODOS
The Biologist (Lima). Vol. 14, Nº1, jan-jun 2016
De la cruz-Izquierdo et al.
mechero para fijar las células en la placa. Una
vez seca la muestra, los portaobjetos fueron
tratados con colorante biológico Giemsa 10%,
preparado con buffer de fosfatos pH 7,0
(Kligerman & Bloom 1977).
Análisis microscópico
Se utilizó un microscopio óptico ICB-Grupo:
ICB 0043558, empleando el objetivo de 40X
para realizar las búsquedas de las células y las
dispersiones que estuvieran lo más disperso
posible y evitando cromosomas y células
traslapadas; mientras que para la toma de
fotografías de las mejores representaciones de
las dispersiones se empleó el objetivo 100X y
se utilizó una Cámara digital Sony Dscwx 350.
Elaboración de cariotipos y estadística
Para elaborar los cariotipos se utilizó
primeramente el software Photoshop CC 2015
para el conteo de los cromosomas y determinar
el número modal 2n. Las clasificación
cromosómica se llevó a cabo a través de la
nomenclatura de Levan et al. (1964). El conteo
de micronúcleos en células de raíces fue
expresado en porcentaje, utilizando los
criterios de Prieto-García et al. (2006), así
como las alteraciones intracelulares,
realizando las mediciones en µm con el
software MicroMeasure 3,3 (Reeves 2001).
Además, se realizó un análisis de varianza de
una vía con la prueba de Tukey (p≤0,05) para
el análisis del nivel de significancia de los
datos obtenidos entre complementos
cromosómicos con el software SigmaStat 3.5.
Para la caracterización del nivel de ploidía en
C. gayana se analizaron 271 dispersiones
cromosómicas. El número modal diploide
identificado en células de raíz de C. gayana fue
2n=10 y 2n=20 cromosomas, equivalente a
187 dispersiones del total analizadas.
También, se lograron identificar diferentes
67
tipos de niveles de ploidía en las células de las
raíces, sin embargo, estas presentaron un
número bajo en frecuencia, los cuales se
definieron en 17 células con 2n=16
cromosomas, ocho células con 2n=23
cromosomas y 26 células con 2n=25
cromosomas.
Se identificó la presencia de tres cariotipos
diferentes (cariomorfos) en C. gayana (Figura
1). El primer cariomorfo con 1n=10
cromosomas, se caracterizó por poseer
medidas de 0,71±0,78 µm del brazo p
cromosómico y 1,46±0,97 µm de brazo q de
cromosoma en su primer par birrámeo;
mientras que en su último par de cromosomas
presentó medidas de 1,07±0,91 µm de brazo q
monorrámeo; la fórmula cromosómica
correspondió a 4 sm + 6 t (Figura 1A). El
segundo cariomorfo de C. gayana se
caracterizó con 2n=20 cromosomas, en el cual
se identificó la presencia de cuatro
cromosomas birrámeos y 16 cromosomas
monorrámeos; las medidas de sus primeros
pares de cromosomas fue de 0,91±0,65 µm de
brazo p y 1,54±0,73 µm de brazo q en los
cromosomas birrámeos, mientras que en sus
últimos pares de cromosomas de tipo
monorrámeo presentaron 0,56±0,56 µm de
brazo q; la clasificación cromosómica del
cariomorfo dos correspondió a 4 sm + 16 t
(Figura 1B). El tercer cariomorfo también se
describió con 2n=20 cromosomas, con
variación en su fórmula cromosómica: 6 sm +
14 t; las medidas en su primer par de
cromosoma birrámeo fueron 0,59±0,47 µm de
brazo p y 1,01±0,66 µm de brazo q, en cuanto a
su último par de cromosoma monorrámeo se
describió con 0,37±0,58 µm de brazo q (Tabla
1, Figura 1C).
Para el análisis de la estructura interna de las
células, se estudiaron 2269 células de las raíces
de C. gayana, en el cual se descubrieron en 795
células siete anormalidades intracelulares
(Figura 2): 353 células binucleadas con
15,56% del total analizadas (Figura 2A), 87
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
The Biologist (Lima). Vol. 14, Nº1, jan-jun 2016
Karyotipic variation and cellular malformation in Chloris
células trinucleadas con 3,83% (Figura 2B), 32
células tetranucleadas con 1,41% (Figura 2C),
56 micronúcleos con promedio de 2,14±0,43
µm (2,47%) (Figura 2D), 16 puentes
nucleoplásmicos (0,71%), 75 células con
alargamiento de pared celular (3,31%) (Figura
2E) y 176 células en estado de apoptosis
(7,76%) (Figura 2F), mientras que 1474 que
representan 64,96% del total analizadas
carecieron de algún tipo de alteración celular.
La descripción de la variación cariotípica en
una población de C. gayana, descrito en el
presente documento como “cariomorfos”,
cumple con las características citogenéticas
descritas por Strydom & Spies (1994) para
células somáticas con 2n=20 cromosomas
(cariomorfo II: 4sm+16t; cariomorfo III:
6sm+14t). El cariomorfo I (2n=10
cromosomas) es descrito como una condición
atípica del material genético encontrado en las
células de C. gayana, ya que reportes
cromosómicos en la especie por Spies &
Jonker (1987), Strydom & Spies (1994) y
Alcocer et al. (2005) señalan a la condición
2n=20 cromosomas como el número
cromosómico estandarizado para C. gayana.
La comparación cromosómica entre especies
del género Chloris es prácticamente imposible
por la carencia de información estadística
citogenética en los antecedentes del grupo
68
taxonómico, aunado a la situación, el presente
estudio representa el primero para el Estado de
Tabasco, México; a pesar de la escases de
investigaciones en la especie particular, el
análisis de varianza de una vía con prueba
Tukey, permitió describir que entre los
cromosomas de las células de C. gayana de la
población de Zaragoza, en el municipio de
Comalcalco, Tabasco, México no existen
diferencias significativas entre ellas a una
probabilidad de p≤0,05.
Además, Strydom & Spies (1994) señalan que
especies que se ubican en el género Chloris
usualmente están caracterizados por el nivel de
ploidía 2n=10 cromosomas, a excepción de C.
gayana y C. virgata (Kunth). También, se ha
señalado que las especies Chloris presentan
comúnmente células poliploides que van de 14
hasta 54 cromosomas, las cuales varían entre
las especies de gramíneas como Eustachys
paspaloides (Lanza & Mattei), Cynodon
dactylon (L.) y Dichanthium sp (Forssk.) de
acuerdo con de Wet & Harlan (1970), de Wet
(1986), Strydom & Spies (1994) y Quero-
Carrillo et al. (2010), por lo que, la variedad en
frecuencias del nivel de ploidía en el presente
trabajo puede ser explicado por la propiedad
poliploide de las gramíneas, sin embargo, el
descubrimiento de malformaciones celulares y
alteraciones intracelulares en una población
The Biologist (Lima). Vol. 14, Nº1, jan-jun 2016
De la cruz-Izquierdo et al.
Cariomorfo I Cariomorfo II Cariomorfo III
N p±D.E. q±D.E. C.
p±D.E. q±D.E. C.
p±D.E.
q±D.E.
C.
1
0,71±0,78 1,46±0,97 sm 0,91±0,65
1,54±0,73
sm
0,59±0,47
1,01±0,66 sm
2
0,48±0,57 1,12±0,90 sm 0,38±0,76
1,09±0,58
sm
0,47±0,59
0,86±0,45 sm
3 1,26±0,68 t 1,90±0,54
t 0,33±0,23
0,61±0,56 sm
4 1,19±0,77 t 1,76±0,33
t 0,91±0,33 t
5 1,07±0,91 t 1,14±0,67
t 0,87±0,45 t
6 1,04±0,53
t 0,71±0,62 t
7 1,02±0,43
t 0,62±0,20 t
8 0,95±0,67
t 0,56±0,43 t
9 0,57±0,48
t 0,45±0,67 t
10 0,56±0,56
t 0,37±0,58 t
N= número de par cromosómico, p= brazo corto de cromosoma, q= brazo largo de cromosoma, D.E.= Desviación estándar, C= clasificación
cromosómica.
Tabla 1. Longitudes cromosómicas en µm de la variación cariotípica en Chloris gayana.
69
A
B
C
Figura 1. Dispersión y cariotipo 2n=10 cromosomas (A), 2n= 20 cromosomas (B) y 2n=20 cromosomas con variación
carotípica (C) en Chloris gayana de Tabasco, México.
The Biologist (Lima). Vol. 14, Nº1, jan-jun 2016
Karyotipic variation and cellular malformation in Chloris
70
The Biologist (Lima). Vol. 14, Nº1, jan-jun 2016
De la cruz-Izquierdo et al.
A
E F
D
C
B
Figura 2. Malformaciones celulares: célula con dos núcleos (A), célula con tres núcleos (B), célula con cuatro núcleos (C),
micronúcleo (D), alargamiento celular (E) y apoptosis (F) en Chloris gayana de Tabasco, México.
71
natural de C. gayana descarta una posibilidad
similar.
En todos los estudios previos de citogenética
aplicada al género Chloris no han reportado la
existencia de anormalidades celulares en
poblaciones naturales, a excepción del estudio
de Strydom & Spies (1994) donde se describe
en células mitóticas la variación de
cromosomas supernumerarios con frecuencia
de 0-4 “microcromosomas tipo B” en C.
gayana, los cuales son descartados en la
presente investigación. Sin embargo, existen
estudios de bioensayos de genotoxicidad de
metales pesados como el arsénico (Prieto-
García et al. 2006, 2007) e inducción de
micronúcleos y daños a la integridad celular en
especies de plantas y productos de interés
agrícola, uso medicinal y comercial, como en
Peganum harmala (L.), Vicia faba (L.),
Paspalum maritimum (L.) y Allium cepa (L.)
(Adamowski et al. 2000, Pierre & Betancourt
2007, Shahid et al. 2011, Mekki 2013). Así
como también la presencia de tétradas
anormales durante la microsporogenesis
(Adamowski et al. 2000, Mendes-Bonato et al.
2006).
En otro contexto y con la necesidad de obtener
algún significado de la extensa variedad de
malformaciones intracelulares en C. gayana
de la localidad de Zaragoza, en el municipio de
Comalcalco, Tabasco, México, se investigó
adicionalmente el probable origen de la
particularidad celular de la gramínea, dejando
descartada, la presencia de partículas de
plaguicidas y metales pesados, puesto que es
una zona restringida de cualquier actividad
agrícola y pecuaria, ya que es un área de alto
monitoreo de petróleo en el sureste de México,
por lo que la hipótesis del origen de las
alteraciones celulares en la especie C. gayana
se orienta al agua pluvial ácida originada por la
actividad petrolera o derrames subterráneos de
los ductos petrolíferos, ya que los registros
(investigación de complemento al análisis
citogenético) obtenidos de las aguas pluviales
de la zona corresponden a 4,83±0,10 de pH en
comparación de zonas extremas del Estado de
Tabasco, México, en la cual se registró
6,81±0,15 de pH. De encontrarse la presencia
de residuos de gas sulfhídrico o residuos de
hidrocarburos en los tejidos vegetales de C.
gayana no solo se estaría confirmando la
presente hipótesis sobre la magnitud del daño
genotóxico de dichos residuos, sino que a
través de las aguas pluviales o derrames
subterráneos, estaría afectando la integridad de
la salud de la flora, fauna y salud humana de las
áreas cercanas a las actividades de quema de
hidrocarburos, situación que se ha reportado
con diversas especies de plantas y hongos de
distribución diversa (Oyundari 2008, Díaz-
Godínez 2009, Gheorghe & Ion 2011).
En conclusión, el análisis citogenético en la
gramínea C. gayana confirmó el número total
de cromosomas que han reportado otros
autores en la misma especie, así como el
descubrimiento de un cariotipo atípico.
Además, se identificó la presencia de
variedades de malformaciones intracelulares
con porcentaje elevado (35,04%) del total de
células analizadas. A pesar de la cantidad de
alteraciones en las células, no se identificaron
características fenotípicas particulares en la
morfología de la gramínea. También, el estudio
de complemento de los niveles de pH de aguas
pluviales en la zona de colecta de C. gayana
permitió generar nuevas hipótesis sobre el
impacto genotóxico que se ha provocado en la
especie, recomendando además, incrementar
los esfuerzos de investigación en C. gayana y
en la biodiversidad local.
Adamowski, E.V.; Pagliarini, M.S. & Batista,
L.A.R. 2000. Chromosome number and
microsporogenesis in Paspalum
mar iti mu m (Caespitosa Group:
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
The Biologist (Lima). Vol. 14, Nº1, jan-jun 2016
Karyotipic variation and cellular malformation in Chloris
72
Gramineae). Brazilian Archives of
Biology and Technology, 43: 301-305.
Alcocer, G.; Pérez, P.G.; García Posse, F.R. &
Devani, 7M.R. 2005. Determinación de
estabilidad de la producción de
cultivares de Clhoris gayana Kunth en
Tucumán y zonas de influencia. Revista
Industrial y Agrícola de Tucumán, 82:
55-58.
Arias-Rodríguez, L.; Páramo-Delgadillo, S.;
Contreras-Sánchez, W.M. & Álvarez-
González, C.A. 2009. Cariotipo del
pejelagarto tropical Atractosteus
t r o p i c u s ( L e p i s o s t e i f o r m e s :
Lepisosteidae) y variación cromosómica
en sus larvas y adultos. Revista de
Biología Tropical, 57: 529-539.
Calva, L.G. & Torres, M.R. 1998. Plaguicidas
organoclorados. ContactoS, 30: 35-46.
Castañeda-Chavez, M.R.; Navarrete-
Rodriguez, G.; Lango-Reynoso, F.;
Galaviz-Villa, I. & Landeros-Sánchez,
C. 2014. Heavy metals in oysters,
shrimps and crabs from lagoon systems
in the Southern Gulf of Mexico. Journal
of Agricultural Science, 6; 108-117.
De Wet, J.M.J. 1986. Hybridization and
polyploidy in the Poaceae. pp.188-194.
In: Soderstrom, T.R.; Hilu, K.W.;
Campbell, C.S.; & Barkworth, M.E.
st
(eds). Grass systematic and evolution. 1
ed. Washington, DC USA. Smithsonian
Institution Press.
De Wet, J.M.J. & Harlan, J.R. 1970. Apomixis,
polyploidy, and speciation in
Dichanthium. Evolution, 24: 270-277.
Díaz-Godínez, R. 2009. Efecto del pH inicial
de desarrollo de Pleurotus ostreatus en
fermentación sumergida sobre su
actividad de la casas. Tesis de Maestría
en Ciencias en Biotecnología Aplicada.
Instituto Politécnico Nacional, México.
Gheorghe, I.F. & Ion, B. 2011. The effects of
Air Pollutants on vegetation and the rol
of vegetation in reducing atmospheric
pollution. The Impact of air pollution on
health, economy, environment and
agricultural sorces. Intech China Press.
Gold-Bouchot, G.; Simá-Alvarez, R.; Zapata-
Pérez, O. & Güemez-Ricalde, J. 1995.
Histopathological effects of petroleum
hydrocarbons and heavy metal son the
american oyster (Crassostrea virginica)
from Tabasco, Mexico). Marine
Pollution Bulletin, 31: 439-445.
Hernández-Guzmán, J.; Arias-Rodríguez, L. &
Indy, J.R. 2011. Los cromosomas
meióticos de la rana arborícola Smilisca
baudinii (Anura: Hylidae). Revista de
Biología Tropical, 59: 355-363.
Hernández-Guzmán, J.; Indy, J.R.; Yasui, J.G.
& Arias-Rodríguez, L. 2014. Los
cromosomas de las tortugas tropicales:
Kinosternon leucostomum, Trachemys
scripta y Saturotypus triporcatus
(Testudines: Kinosternidae/Emydidae).
Revista de Biología Tropical. 62: 671-
688.
Indy, J.R.; Arias-Rodríguez, L.; Páramo-
Delgadillo, S.; Hernández-Vidal, U.;
Álvarez-González, C.A. & Contreras-
Sánchez, W.M. 2010. Mitotic karyotype
of the tropical freshwater crayfish
Procambarus (Austrocambarus) llamasi
(Decapoda: Cambaridae). Revista de
Biología Tropical, 58: 655-662.
Kligerman, A.D. & Bloom, S.E. 1977. Rapid
chromosome preparations from solid
tissues of fishes. Journal of the Fisheries
Research Board of Canada, 34: 266-269.
Levan, A.; Fredga, K. & Sandberg, A.A. 1964.
Nomenclature for centromeric position
on chromosomes. Hereditas, 52: 201-
220.
Mekki, L. 2013. Effects of crude aqueous and
ethanolic extracts of Peganum harmala
L. seeds on cytogenetical and growth
traits of Vicia faba L. plants. African
Journal of Biotechnology Research, 2:
35-44.
Mendes-Bonato, A.B.; Pagliarini, M.S. & do
Valle, C.B. 2006. Abnormal spindle
orientation during microsporogenesis in
an interspecific Bachiaria (Gramineae)
The Biologist (Lima). Vol. 14, Nº1, jan-jun 2016
De la cruz-Izquierdo et al.
73
hybrid. Genetics and Molecular Biology,
29: 122-125.
Olguín, E.J.; Hernández, M.E. & Sánchez-
Galván, G. 2007. Contaminación de
manglares por hidrocarburos y
estrategias de biorremediación,
fitorremediación y restauración. Revista
Internacional de Contaminación
Ambiental, 23: 139-154.
Oyundari, B. 2008. Spectral indicators for
assesing the effect of hydrocarbon
leakage on vegetation. Thesis of Master
of Science in Geoinformation Science
and Earth Observation. International
Institute for Geoinformation Science
and Earth Observation Enschede.
Netherlands.
Pierre, F. & Betancourt, P. 2007. Residuos de
pl agu ic ida s o rg ano cl ora dos y
organofosforados en el cultivo de
cebolla en la depresión de Quíbor,
Venezuela. Bioagro, 19: 69-78.
Pinkus-Rendón, M.J. & Contreras-Sánchez, A.
2012. Impacto socioambiental de la
industria petrolera en Tabasco: El caso
de la Chontalpa. LiminaR, 10: 122-144.
Prieto-García, F.; Callejas-Hernández, J.;
Román-Gutiérrez, A.D.; Prieto-Méndez,
J.; Gordillo-Martínez, A.J. & Méndez-
Marzo, M.A. 2007. Acumulación de
arsénico en el cultivo de habas (Vicia
faba). Agronomía Costarricence, 31:
101-109.
Prieto-García, F.; Lechuga-Vargas, M.A.;
Méndez-Marzo, M.A.; Barrado-
Esteban, E. & Gaytán-Oyarzún, J.C.
2006. Daños tóxicos en tejidos
vegetales, producidos por aguas
contaminadas con arsénico en Zimapán,
Hidalgo, México. Ciência e Tecnología
de Alimentos (Campinas), 26: 94-97.
Quero-Carrillo, A.R.; Enríquez-Quiroz, J.F.;
Morales-Nieto, C.R. & Miranda-
Jiménez, L. 2010. Apomixis y su
importancia en la selección y
mejoramiento de gramíneas forrajeras
tropicales. Revisión. Revista Mexicana
de Ciencias Pecuarias, 1: 25-42.
Reeves, A. 2001. MicroMeasure: A new
computer program for the collection and
analysis of cytogenetic data. Genome,
44: 439-443.
Shahid, M.; Pinelli, E.; Pourrut, B.; Silvestre,
J. & Dumat, C. 2011. Lead-induced
genotoxicity to Vicia faba L. roots in
relation with metal cell uptake and initial
speciation. Ecotoxicology and
Environmental Safety, 74: 78-84.
Spies, J.J. & Jonker, A. 1987. Chromosome
studies on African plants. Bothalia, 17:
135-136.
Strydom, A. & Spies, J.J. 1994. A
cytotaxonomic study of some
representatives of the tribe Cynodonteae
(Chloridoideae). Bothalia, 24: 92-96.
Received November 23, 2015.
Accepted February 26, 2016.
The Biologist (Lima). Vol. 14, Nº1, jan-jun 2016
Karyotipic variation and cellular malformation in Chloris
