ORIGINAL ARTICLE / ARTÍCULO ORIGINAL
ACTION OF PLEUROTUS OSTREATUS (JACQ EX FR) KUMM IN THE REMOVAL OF BLUE COLOR
TURKEY IN BIOREACTORS AIR LIFT
ACCIÓN DE PLEUROTUS OSTREATUS (JACQ. EX FR) KUMM EN LA REMOCIÓN DEL
COLORANTE AZUL TURQUESA EN BIORREACTORES AIR LIFT
1Laboratorio de Micología y Tecnología de la Propagación. Escuela Profesional de Ingeniería en Recursos Naturales
Renovables. Universidad Nacional Agraria de la Selva, Tingo María, Perú
2Laboratorio de Ecología y Biodiversidad Animal (LEBA). Facultad de Ciencias Naturales y Matemática. Universidad
Nacional Federico Villarreal (UNFV), El Agustino, Lima, Perú.
3Facultad de Ciencias Biológicas. Universidad Ricardo Palma (URP), Santiago de Surco, Lima, Perú.
*ladislaoruiz.lad@gmail.com/joseiannacone@gmail.com
1* 2,3 1 1 1
Ladislao Ruiz ; José Iannacone ; Iván Tocto ; Analiz Ruiz & Paradise Harirchian
ABSTRACT
White rot fungi are a biotechnological alternative for the remeddiation of contaminated ecosystems. The
objective was to evaluate the action of Pleurotus ostreatus (Jacq ex Fr) Kumm in the removal of turquoise
blue dye in air lift bireactors. The mycelium of nine white rot fungi was isolated from fragments of the
fruiting body collected from forest areas in Tingo María, these were transferred in Sabouraud broth
-1
containing 100, 200 and 400 mg·L of turquoise blue dye as a pollutant and incubated for 14 days at room
temperature. The selected fungus (P. ostreatus) was reproduced in 80 mL of Sabouraud broth and pulsed in
-1
the air lift bioreactors containing 800 mL of Minimal Salt medium with 100, 200 and 400 mg·L of
turquoise blue dye. They were determined to 9 species of fungi, distributed in 9 genera and 5 families,
being mostly Polyporaceae (4 genus) and Coriolaceae (2 genus). The removal of the turquoise blue dye in
air lift bioreactors by the selected fungus P. ostreatus achieves a significant removal efficiency at 20 days
-1
of 76.93, 69.25 and 84.76% at concentrations of 100, 200 and 400 mg·L respectively, with most removal
in the first 5 days and reduced in the following 15 days. Likewise, greater consumption of dissolved
oxygen was observed in the first ten days; increase in carbon dioxide after five days and a minimum
decrease in internal temperature and pH. This shows that P. ostreatus may have a marked removal action
on this dye.
ISSN Versión Impresa 1816-0719
ISSN Versión en linea 1994-9073 ISSN Versión CD ROM 1994-9081
221
Keywords: isolations – mushrooms – pollutants – removal – biodegradation
The Biologist (Lima)
The Biologist
(Lima)
The Biologist (Lima), 201 , 1 (2), jul-dic: 8 6 221-235.
RESUMEN
Palabras clave: aislamientos – hongos – contaminantes – remoción – biodegradación
Los hongos de pudrición blanca, constituyen una alternativa biotecnológica para la restitución de
ecosistemas contaminados. El objetivo fue evaluar la acción de Pleurotus ostreatus (Jacq. ex Fr) Kumm
en la remoción del colorante azul turquesa en birreactores air lift. Se aislaron el micelio de nueve hongos
de pudrición blanca a partir de fragmentos del cuerpo fructífero colectados de áreas boscosas en Tingo
-1
María, éstos fueron transferidos en caldo Sabouraud conteniendo 100, 200 y 400 mg·L de colorante azul
turquesa como contaminante inducido para seleccionar al que muestre mejor desarrollo micelial durante
14 días a temperatura ambiente. El hongo seleccionado (P. ostreatus), fue reproducido en 80 mL de caldo
Sabouraud y repicado en los biorreactores air lift conteniendo 800 mL de Medio Mínimo de Sales con 100,
-1
200 y 400 mg·L de colorante azul turquesa. Se determinaron a 9 especies de hongos, distribuidas en 9
géneros y 5 familias, siendo en su mayoría Polyporaceae (4 géneros) y Coriolaceae (2 géneros). La
remoción del colorante azul turquesa en biorreactores air lift por el hongo seleccionado P. ostreatus logra
una eficiencia de remoción significativa a los 20 días de 76,93, 69,25 y 84,76% a concentraciones de 100,
-1
200 y 400 mg·L respectivamente, notándose claramente mayor remoción en los primeros 5 días y
reducida en los 15 días siguientes. Así mismo, como parámetros medidos en los biorreactores se
obtuvieron mayor consumo de oxígeno disuelto en los diez primeros días; incremento del dióxido de
carbono después de los cinco días y un mínimo descenso de la temperatura interna y del pH. Esto
demuestra que P. ostreatus, tienen una marcada acción de remoción de éste colorante.
INTRODUCCIÓN
222
The Biologist (Lima). Vol. 16, Nº2, jul - dic 2018
microorganismos por reacciones bioquímicas
redox, aunque también pueden realizar reacciones
de hidroxilación, hidrólisis, deshalogenación y
desaquilación (Alatorre & Moeller, 2006). La
biosorción, es un proceso que utiliza a la biomasa
(Kuhad et al., 1997).
Los tintes y colorantes sintéticos son compuestos
químicos xenobióticos que presentan estructuras
moleculares complejas y están destinados a ser
inestables (Boyter, 2007), y por eso las plantas de
tratamiento convencionales tienen un bajo
porcentaje de remoción (Alatorre & Moeller,
2006). Los colorantes azoicos son utilizados en
grandes cantidades en las industrias textil y
alimentaria, siendo su vertido sin tratamiento a las
fuentes de agua, incluso a bajas concentraciones,
produciendo una intensa coloración que genera un
fuerte impacto visual y tóxico al ambiente
(Kuppusamy, 1995; Rodríguez et al., 1999). La
biorremediación de colorantes se puede lograr a
través de biosorción o biodegradación. Aquí las
moléculas de colorante se unen a la superficie de la
biomasa, mientras que, en la biodegradación, las
enzimas son responsables de degradar grandes
En los últimos años, las nuevas tecnologías han
hecho hincapié en el avance y aplicación de tácticas
de remediación sustentables, consideradas como
menos costosas y menos destructivas del medio,
comparadas con las tecnologías de tratamientos
físicos y químicos (Carbajal, 2014). Actualmente,
la población humana enfrenta el desafío de
convertir los procesos productivos en procesos
limpios y eficientes; para esto necesitamos el
desarrollo de tecnologías apropiadas y económicas
a fin de restaurar los sitios dañados
ambientalmente, precisamente la biorremediación
constituye una de las alternativas con muchos
beneficios ambientales (Shedbalkar et al., 2008).
Los principales métodos de tratamientos
biológicos son la biosorción, biorremediación y
biodegradación, reconocidos como métodos
efectivos para el tratamiento de decoloración y
degradación de colorantes en aguas residuales
industriales altamente contaminadas, aquí los
contaminantes pueden ser metabolizados por los
Ruiz et al.
223
moléculas de colorante tóxicos en compuestos más
simples y menos tóxicos (Jadhav & Govindwar,
2006).
En los hongos, a pesar de su gran importancia, los
estudios sobre su biodiversidad son muy escasos
(Guzmán, 2003). El número de especies de hongos
en el mundo se ha estimado en 1 500 000 especies;
contrastando, marcadamente con las 70 000
descritas (Hawksworth, 1991), por lo que son de
los grupos de organismos más pobremente
estudiados. En el Perú, existen pocos estudios
referidos a hongos, solo se registran
investigaciones realizadas por Pavlich (1976)
sobre Ascomycetos y Basidiomycetos en la ceja de
montaña y selva tropical; Door & Abad (1990) en
hongos comestibles en bosque de Dantas-
Huánuco; Ríos & Ruiz (1993) en el cultivo del
hongo comestible Pleurotus ostreatus (Jacq. ex Fr)
Kumm; Grazis (2004) en la micoflora en Madre de
Dios; Mori et al. (2011) en Ascomycetos y
Basidiomycetos macroscópicos en bosque de
Puerto Almendras. Los hongos en general,
mayormente responden bien al aislamiento en
medio agar papa dextrosa (Guzmán & Mata, 1993).
Los hongos causantes de pudrición blanca, es decir,
los hongos que mineralizan la lignina y sus
derivados (Eaton & Hale, 1993; Pointing et al.,
2003) en su mayoría son Basidiomycetes, que
accionan la degradación por la presencia de tres
tipos de enzimas: Lignina peroxidasa (LiPs), Mn-
Peroxidasas (Mn- Ps) las cuales dependen del
peróxido de hidrógeno, y Lacasa, la cual depende
del oxígeno molecular (Baldrían, 2002), razón por
el cual estos hongos pueden accionar en
compuestos que tienen estructuras aromáticas
similares, como muchos compuestos orgánicos
persistentes (Kuhad et al., 1997). Esos procesos
biodegradativos se llevan a cabo en presencia de
oxigeno (Albert, 1998). Los hongos de pudrición
blanca son bastante reconocidos por su capacidad
para metabolizar una amplia variedad de
compuestos orgánicos persistentes (Mileski et al.,
1988; Valentín et al., 2006; Tišma et al., 2010), y
por demostrar una elevada capacidad degradativa,
debido a que son más tolerantes a altas
concentraciones del contaminante que las bacterias
(Evans & Hedger, 2001; Ponce & Bobadilla, 2015).
Pleurotus ostreatus y Trametes versicolor (L.:Fr.)
Quél. fueron estudiados en la remoción de
colorantes textiles, principalmente de colorantes
tipo azo, logrando porcentajes de degradación del
90%, incluso 100% entre 7 a 20 días (Garzón,
2009; ).Kaushik & Malik, 2009
Pleurotus ostreatus, tiene la capacidad de degradar
a los colorantes rojo erionil, azul terasil, rojo
cibacrón y turquesa erionyl, en más de un 80% en 9
días de tratamiento en efluentes líquidos simulados
(Cardona et al., 2009). Rodríguez et al. (1999) al
analizar el efecto de extractos fúngicos
enzimáticos extracelulares crudos de Trametes
trogii Berk, 1850 y P. ostreatus, en la eliminación
de 23 colorantes, demostraron una alta actividad de
la MnP y de Lacasa de P. ostreatus asociada con la
degradación de los colorantes. Con el hongo
Phanerochaete chrysosporium Burdsall logran
biodegradar los colorantes nigrosina, fucsina
básica, verde malaquita y mezcla en 90,15%,
89,8%, 83,25% y 78,4%, respectivamente (Rani et
al., 2014). Lo que demuestra el potencial de éstos
extractos fúngicos extracelulares para eliminar
colorantes en el suelo y en el agua. Últimamente, el
empleo de los hongos de la pudrición blanca, ha
demostrado gran potencial para la biodegradación
de un amplio espectro de contaminantes como los
plaguicidas químicos (Quintero, 2011), y estaría
asociada a la presencia de enzimas extracelulares,
lo que muestran evidencias del potencial de
biodegradación de diferentes especies de hongos
de la pudrición blanca (Camacho-Morales et al.,
2017).
Parámetros referidos a O , CO , pH, y temperatura
2 2
son esenciales conocer en el proceso de operación
de los biorreactores y la remoción del
contaminante, porque cualquier organismo vivo
fuera de su hábitat natural experimenta
condiciones ambientales que limitan su
crecimiento (Galindo et al., 2007). En efecto todas
estas condiciones incluyendo la inadecuada
manipulación generan cambios dentro del
biorreactor y “estresan” a los organismos que
necesitan adaptarse a dichos cambios para poder
crecer y esto está íntimamente ligado a limitación
de nutrientes y depende del tipo de sustrato con el
cual se trabaja (Chávez et al., 2003; Osorio et al.,
2011).
El presente estudio tuvo como objetivo, determinar
la capacidad de degradación del colorante azul
turquesa por el hongo P. ostreatus en cultivo
sumergido en birreactores air lift.
Action of Pleurotus in the removal of blue color turkey
The Biologist (Lima). Vol. 16, Nº2, jul - dic 2018
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desinfectados con hipoclorito de sodio al 5% en
una proporción de 1:10x1 min, seguidamente los
inóculos fueron enjuagados en agua destilada
estéril y secados en papel filtro (Botelho & Ramos,
1985; Ríos & Ruiz, 1993; Alexopoulos et al. 1996;
Saldarriaga, 2001); finalmente, los inóculos fueron
depositados en el centro de cada placa Petri de 90
mm de diámetro conteniendo el medio agar papa
dextrosa. Esta operación se hizo cuidadosamente
en la cámara de flujo para evitar el riesgo de
contaminación. Posteriormente, las placas
sembradas fueron codificadas y selladas con
parafilm e incubadas a oscuridad a 28 °C entre 8 a
15 días, lapso de tiempo en que el micelio cubrió el
área total de las placas Petri.
Preparación de caldo Sabouraud
Para 1 litro de caldo Sabouraud se usaron dextrosa
(40 g), peptona (10 g) y agua destilada (1 L),
esterilizado en autoclave y vertido en matraces en
la cámara de flujo laminar. Este medio fue
empleado para activación de las cepas de los
hongos, por lo que requieren nutrientes bastantes
ricos en carbono (Aquiahuat et al., 2012).
Preparación de medio mínimo de sales (MMS)
La preparación de 1 litro de MMS, requiere de:
fosfato de potasio dibásico (5,23 g), fosfato de
potasio monobásico (1,91 g), sulfato de magnesio
(0,09 g), sulfato de amonio (1 g), trozo de elemento
(1 mL) (el trozo de elemento, ha sido preparado
usando las siguientes proporciones: ácido bórico
(20 mg), sulfato de Zn (30 mg), sulfato de cobre (1
mg), molibdato de sodio (3 mg), sulfato de hierro
(10 mg), sulfato de magnesio (2,6 mg) y agua
destilada (1 L)). Al medio se agregó el colorante a
-1 -1
concentraciones de 100 mg·L , 200 mg·L y 400
-1
mg·L . El medio fue autoclavado en frascos de
vidrio y se repartió 75 mL de la solución en
matraces Erlenmeyer esterilizados de capacidad de
200 mL (Prado et al., 2013).
Selección del hongo frente al colorante como
contaminante inducido
Al medio mínimo de sales se añadió glucosa (0,25
-1
g. L ), extracto de levadura al 0,1% y el colorante
-1 -1 -1
(100 mg·L , 200 mg·L y 400 mg·L ) se esterilizó
en la autoclave. El medio frío se repartió la solución
en matraces Erlenmeyer esterilizados y se procedió
a inocular 7,5 mL del caldo Sabouraud en
activación el micelio axénico de las nueve cepas de
hongos. Se dejó incubar por 14 días a temperatura
Descripción del área de colección de los hongos
Las colecciones de las especies de hongos se
realizaron del Bosque Reservado y Jardín Botánico
de la Universidad Nacional Agraria de la Selva
(UNAS) en Tingo María, Perú, situada
ecológicamente en la formación vegetal bosque
muy húmedo Pre-montano Sub Tropical bmh-PST
(Holdridge, 1987), y de acuerdo a las regiones
naturales del Perú pertenece a Rupa Rupa o Selva
Alta. La precipitación anual promedio es de 3428,8
mm, siendo mayor entre los meses de septiembre a
abril y alcanza un máximo extremo en el mes de
enero con un promedio mensual de 483,6 mm.
Tiene una humedad relativa de 87%, temperatura
máxima de 29,4 ºC, mínima 19,2 ºC, y media anual
de 24,3 °C. Las pruebas de remoción se realizaron
en el Laboratorio de Micología y Tecnología de la
Propagación de la UNAS, Tingo María, Perú.
Colección, descripción e identificación de los
hongos
Para la colección se utilizó una ficha, donde se
realizaron las anotaciones generales e información
de la zona, así como acotaciones propiamente de
cada muestra referidas a sus características
externas. Las muestras fueron codificadas,
descritas y fotografiadas; una parte para el
aislamiento y otra parte de las muestras de cada
especie fueron secadas a estufa a 60 °C por un
periodo de tiempo de 24 a 72 h dependiendo del
espécimen (Robledo, 2006; Ryvarden, 2007), esto
con la finalidad de conservar en buen estado, se
depositaron en la colección de hongos del
Laboratorio de Micología y Tecnología de la
Propagación de la UNAS. La identificación
genérica y específica de Polyporaceos fue
realizada con el apoyo de Leif Ryvarden
(Noruega), y a través de comparación con
fotografías del c atálogo “Hongos de
Allpahuayo–Mishana” (Espinoza et al., 2006).
Aislamiento y siembra en medio de cultivo
El cuerpo fructífero fresco y limpio, de la más alta
calidad en tamaño, color y forma de cada
espécimen, con la ayuda de una pinza y bisturí
fueron aislados de una pequeña porción o
2
fragmento aproximadamente de 0,5 cm del
contexto cercana a la base o pie de la muestra. Los
fragmentos cortados en pedazos fueron
MATERIALES Y MÉTODOS
Ruiz et al.
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ambiente. La evaluación fue mediante
observaciones de crecimiento y biomasa fúngica.
Acondicionamiento de los biorreactores air lift
Los biorreactores fueron acondicionados en el
laboratorio, se desinfectó con alcohol ácido al 1%
por 2 días y luego se añadió agua con hipoclorito de
sodio por 1 día y finalmente se enjuagaron con agua
destilada.
Proceso y operación en biorreactores air lift
para la biodegradación
La cepa seleccionada P. ostreatus fue repicada en
caldo Sabouraud del cual se prepararon los
inóculos de 80 mL (10%) referidos al volumen total
del medio en los biorreactores. Se agregaron las
diferentes concentraciones del colorante azul
-1 -1 -1
turquesa (100 mg·L , 200 mg·L y 400 mg·L ) en
cada biorreactor adicionados de extracto de
-1
levadura (0,1%) y glucosa (0,25 g·L ) como
inductor y co-metabolito respectivamente. El
proceso fue realizado por el periodo de 20 días, a
temperatura ambiente y en una situación
totalmente estéril acondicionado para procesos
biotecnológicos. La operación fue iniciada al poner
en funcionamiento la fuente de aireación con un
filtro de una solución saturada de ClNa para que el
aire que ingrese a los biorreactores sea estéril. Se
tomaron datos al inicio, a los 5, 10, 15 y 20 días.
Proceso de extracción de biomasa fúngica
En un tubo de centrifuga de PVC (VWR) con tapa
rosca se tomaron una fracción de 50 mL del
biorreactor en funcionamiento y totalmente
homogéneo, se realizaron la disociación por medio
de centrifugación a 2,500 rpm para separar la
biomasa (sedimento) del sobrenadante, en el cual
se encontraría el contaminante en solución. Los
sobrenadantes (efluentes) fueron almacenados en
refrigeración (4 a 8 °C) hasta la realización de las
pruebas espectrofotométricas cuantitativas de la
presencia del contaminante. Asimismo, la biomasa
separada obtenida en los tubos, fue procesada para
la determinación de la densidad celular por peso
seco de la biomasa.
Densidad celular fúngica
La biomasa separada por centrifugación fue lavada
con agua destilada estéril por tres veces y secada en
estufa durante 8 h a 80 °C (López et al., 2006). La
densidad celular fue determinada por la medida del
peso seco de la biomasa celular (micelio):
X : Peso del papel solo
1
X : Peso del papel con biomasa
2
Concentración del colorante azul turquesa
La concentración del colorante fue cuantificada en
el Laboratorio de Fotoquímica de la UNAS,
mediante el espectrofotómetro ultravioleta UV Vis
TM
(Thermo Orion AquaMate 8000). Antes se ha
tenido que determinar la curva patrón con una
longitud de onda (λ =550), con diluciones de
muestras de contenido conocido para realizar su
registro.
Eficiencia de remoción
Calculado mediante una correlación porcentual
entre la concentración inicial y la concentración
final del colorante presente en los biorreactores, y
de acuerdo a los tratamientos establecidos,
mediante la siguiente fórmula:
Donde:
E = eficiencia de remoción (%)
r-1
C = Concentración inicial del elemento (mg·L ).
i -1
C = Concentración final del elemento (mg·L ).
f
Parámetros analizados
Oxígeno disuelto
Se registró mediante el oxímetro HANNA
(electrodo de membrana) poniendo el medidor en
operación y sumergiendo el electrodo en las
-1
muestras, los resultados se reportan en mg·L
(APHA, 1999).
Dióxido de carbono
Se determinó utilizando fenolftaleína al 1% como
indicador y NaOH 0,01M como titulante, cada 5
-1
gotas gastadas de hidróxido indica 1 mg·L de CO
2
(Hach, 2002).
Temperatura
La temperatura interna de operación fue medida
introduciendo el termómetro digital en los
biorreactores.
=
Biomasa mg
ml )
)
X2X1
ECi
r=Cf
Ci
x 100
Action of Pleurotus in the removal of blue color turkey
The Biologist (Lima). Vol. 16, Nº2, jul - dic 2018
226
Medición de pH
Medido con pHmetro EXTECH debidamente
calibrado para la determinación del pH (Método N°
0.1132 de AOAC, 2000).
Análisis de datos
Los datos respecto a la remoción del colorante azul
turquesa en biorreactores air lift utilizando P.
ostreatus fueron procesados en hojas de cálculo Ms
Excel y para comparar la tasa de remoción bajo
diferentes concentraciones de colorante, se aplicó
el Análisis de la Varianza de una Vía (ANOVA) a
un nivel de significación del 0,05 en el software
estadístico SPSS v. 23.
Aislamiento e identificación de los hongos
Se aislaron en medio agar papa dextrosa e
identificaron a nueve especies, clasificadas en
cinco familias, dos del orden agaricales, siete del
orden Aphyll ophoral es (P olypora les),
pertenecientes al Phylum Basidiomycota. Todos
son hongos que generan pudrición blanca y fueron
colectados de la zona de Tingo María, Huánuco-
Perú (Fig. 1, Tabla 1).
RESULTADOS
Figura 1. Láminas de nueve hongos de pudrición blanca aislados e identicados (Fotos Ladislao Ruiz).
Ruiz et al.
The Biologist (Lima). Vol. 16, Nº2, jul - dic 2018
Trametes elegans Ganoderma applanatum Rigidoporus lineatus
Coriolopsis polyzona Earliella scabrosa Pycnoporus sanguineus
Schizophyllum commune Pleurotus ostreatus Polyporus craterellus
227
Tabla 1. Hongos de pudrición blanca colectados e identicados.
Nº Código Nombre Cientíco Familia
1 FTM-200
Trametes elegans
(Fr.) Fr.
Polyporaceae
2 FTM-203
Ganoderma applanatum
(Pers.) Pat.
Ganodermataceae
3 FTM-204
Rigidoporus lineatus (Pers.) Ryvarden Coriolaceae
4 FTM-206
Coriolopsis polyzona (Pers.) Ryvarden Coriolaceae
5 FTM-211
Earliella scabrosa
(Pers.) Gilb. & Ryvarden
Polyporaceae
6 FTM-212
Pycnoporus sanguineus
(L.) Murril Polyporaceae
7 FTM-216
Schizophyllum commune
Fries Schizophyllaceae
8 FTM-220
Pleurotus ostreatus
(Jacq. ex Fr) Kumm Pleurotaceae
9 FTM-226 Polyporus craterellus Berk. & M.A. Curtis Polyporaceae
Tabla 2. Cultivo puro de los nueve hongos en un medio mínimo de sales a diferentes concentraciones del colorante
azul turquesa.
Uso como contaminante
CC.
(mg
·L-1)
Repet.
FTM
200
FTM
203
FTM
204
FTM
206
FTM
211
FTM
212
FTM
216
FTM
220
FTM
226
Colorante
Azul turquesa
C3
400
R1 x 0 xx 0 X x x xxx xx
R2 x x x 0 xx x x xx x
R3 x x xx 0 xxx xx x xxx xx
C2
200
R1
xx
x
xx
xxx
xx
xxx
xx
xxx
x
R2
xx
xx
x
xxx
xxx
x
xx
xxx
x
R3
xx
xx
xx
xx
xx
xxx
xx
xxx
x
C1
100
R1
xx
xx
x
xxx
xxx
xxx
xx
xxx
xx
R2
xx
xx
x
xx
xx
xxx
xx
xx
xx
R3
xx
xx
x
xxx
xxx
xxx
xx
xxx
xx
0 = No se desarrolló el micelio del hongo, x (1) = Escaso desarrollo del micelio, xx (2) = Regular desarrollo del micelio, xxx (3) = Buen desarrollo
del micelio del hongo.
FTM-200 =Trametes elegans; FTM-203 = Ganoderma applanatum; FTM-204 = Rigidoporus lineatus; FTM-206 = Coriolopsis polyzona; FTM-
2011 = Earliella scabrosa Pycnoporus sanguineus; FTM-216 = Schizophyllum commune; FTM-220 = Pleurotus ostreatus; FTM-; FTM-212 =
226 = Polyporus craterellus.
Selección del hongo para la prueba en los
biorreactores
El hongo seleccionado a través de esta prueba fue
P. ostreatus, debido a que mostró desde regular a
buen desarrollo del micelio en un medio mínimo de
sales a tres concentraciones del colorante azul
turquesa como contaminante inducido, razón por el
cual, fue seleccionado para los experimentos de
remoción en los biorreactores air lift (Tabla 2).
Action of Pleurotus in the removal of blue color turkey
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Remoción del colorante azul turquesa por
Pleurotus ostreatus
Se determinó las concentraciones de las
muestras a cada 5 días durante los 20 días de
operación en los biorreactores (fig. 2). Se
aprecian notoriamente, mayor reducción de las
concentraciones del colorante en los primeros
cinco días de operación en los biorreactores
-1 -1 -1
T1= 100 mg·L , T2= 200 mg·L , T3= 400 mg·L
Figura 2. Concentración del colorante azul turquesa durante el proceso de operación en los biorreactores con Pleurotus ostreatus.
Figura 3. Eficiencia de remoción del colorante azul turquesa durante el periodo de operación en los biorreactores con Pleurotus
ostreatus.
Ruiz et al.
, ,
,
, ,
,
,
,
,
,
, ,
,
,
,
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-1
(mg·L )
-1
(mg·L )
229
No se determinó diferencias estadísticas
significativas (p valor = 0,05) entre las eficiencias
de remoción de colorantes entre las tres
concentraciones, lo que significa que P. ostreatus
no tiene acción distinta entre los tres tratamientos
(Figura 4).
Figura 4. Eficiencia total de biodegradación del colorante azul turquesa en los biorreactores con Pleurotus ostreatus.
Parámetros medidos durante el tiempo de
operación en los biorreactores
Los parámetros medidos durante el proceso de
operación en los biorreactores fueron el oxígeno
disuelto (OD), dióxido de carbono (CO ),
2
temperatura interna y pH. Esto con la finalidad de
c o n o c e r e l c o m p o r t a m i e n t o d e e s t a s
cuantificaciones durante el periodo de operación
de los biorreactores.
Oxígeno disuelto (OD)
El consumo de oxígeno disuelto, se reduce
conforme progresa el proceso de operación en los
biorreactores. En los 10 primeros días se observa
mayor consumo de oxígeno y en los días siguientes
una aparente estabilización o un consumo mínimo
(Fig. 5).
0.000
1.000
2.000
3.000
4.000
5.000
6.000
7.000
8.000
Inicial 5 días 10 días 15 días 20 días
Concentración de OD
Tiempo de operación (días)
-1
T0 (0 mg L )
-1
T1 (100 mg L )
-1
T2 (300 mg L )
-1
T3 (500 mg L )
Figura 5. Consumo promedio de oxígeno disuelto (OD) durante la operación en los biorreactores.
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,
,
,
.
.
.
.
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(mg·L )
-1
(mg·L )
230
Dióxido de carbono
Todos los tratamientos, durante los primeros 5 días
de operación muestran una concentración estable
de CO , después del día 5 hasta el día 20 presentan
2
un incremento conforme se da el proceso de
operación en los biorreactores (Fig. 6).
0
2
4
6
8
10
12
Inicial 5 días 10 días 15 días 20 días
Concentración de CO2
Tiempo de operación (días)
Figura 6. Promedios de concentración de dióxido de carbono durante la operación.
Figura 7. Temperatura interna durante la operación en los biorreactores.
Temperatura
Durante los primeros 5 días de operación en los
biorreactores, las temperaturas internas de los
tratamientos sufren una caída de 0,5 a 1 °C, después
a los 10º días de operación se recupera a la
temperatura inicial, especialmente los tratamientos
con mayor concentración del colorante (300 y 500
-1
mg·L ). Posteriormente, a los 15 días se nota una
baja en la temperatura (26,5 a 27,5 °C) con una
tendencia a estabilizarse a los 20 días. Es decir, se
aprecia una cierta fluctuación de la temperatura en
el proceso, pero con la tendencia de ir reduciendo
(Fig. 7).
Ruiz et al.
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T1 (100 mg L ) -1
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(mg·L )
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Lectura de pH
Desde el primer día de iniciado el proceso hasta los
20 días de operación en los biorreactores, se
aprecia una tendencia de reducción del pH en todos
los tratamientos, a medida que trascurren los días
de prueba (Fig. 8).
Figura 8. Promedio de lectura de pH durante la operación en los biorreactores.
Se aislaron nueve hongos de pudrición blanca, es
decir hongos que crecen en madera en
descomposición, clasificadas en cinco familias,
dos del orden agaricales, siete del orden
Aphyllophorales (Polyporales), pertenecientes al
Phylum Basidiomycota. Esto concuerda con los
reportados por Pavlich (1976) en estudio realizado
en la selva de Perú, donde 94 de 103 hongos fueron
Basidiomycetes; asimismo, Gazis (2004) reporta a
60 especies de Basidiomycetes en Madre de Dios,
Perú. En las zonas tropicales, los hongos lignícolas
son más abundantes, debido a las altas
temperaturas, humedad y en efecto por la capa
delgada de suelo, lo que favorece la rápida
descomposición de la materia orgánica como la
madera y hojarasca (Guzmán, 2003). El
aislamiento de micelio, ha respondido muy bien en
medio agar papa dextrosa (PDA), este medio de
cultivo es recomendado para el aislamiento de la
mayoría de hongos, sin embargo, cada especie
tiene sus propios requerimientos nutricionales
(Guzmán & Mata, 1993).
Se obtuvo una eficiencia de remoción del colorante
azul turquesa de 76,93%, 69,25% y 84,76% en
-1 -1
concentraciones de 100 mg·L , 200 mg·L y 400
-1
mg·L respectivamente en 20 días de operación en
biorreactores. Demostrando que la concentración
-1
de 400 mg·L sigue siendo eficiencia para ser
removido por el hongo P. ostreatus. Estos valores
concuerdan con Ponce & Bobadilla (2015) que
indican que Anthracophyllum discolor (Mont.)
Singer removió el colorante Turquesa Erionyl
alcanzando un porcentaje del 91,84%, en
biorreactor con medio de Kirk Modificado, y
demuestran el gran potencial para biodegradar un
amplio espectro de xenobioticos como los
insecticidas químicos (Quintero, 2011), y de
manera general, diferentes especies de hongos son
capaces de degradar compuestos contaminantes
que poseen estructuras similares a la lignina
(Camacho-Morales et al., 2017).
En el presente estudio, P. ostreatus resultó ser
eficiente en la remoción del colorante azul turquesa
en los primeros 7 días en las tres concentraciones
-1
(100, 200 y 400 mg·L ). Al respecto, los hongos de
pobredumbre blanca P. ostreatus y T. versicolor
fueron estudiados en la remoción de colorantes
textiles, principalmente de colorantes tipo azo,
logrando porcentajes de degradación de 90%,
DISCUSIÓN
Action of Pleurotus in the removal of blue color turkey
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incluso 100% para algunos colorantes en tiempos
que varían entre 7 a 20 días (Cardona et al., 2009).
Asimismo, con el hongo Phanerochaete
chrysosporium logran biodegradar los colorantes
nigrosina, fucsina básica, verde malaquita y
mezcla en 90,15%, 89,8%, 83,25% y 78,4%
respectivamente (Rani et al., 2014). Esta
variabilidad en tiempos y porcentajes se presentará
siempre, ya que cada microorganismo actúa de
forma diferente de acuerdo a las condiciones del
medio, al colorante usado, o a la concentración
(Garzón, 2009).
En relación a las condiciones de oxígeno disuelto,
CO , pH y temperatura, presentaron variaciones en
2
el proceso de operación en los biorreactores.
Concordante a esto, Galindo et al. (2007)
mencionan que, todo organismo vivo colocado
fuera de su hábitat natural experimenta
condiciones ambientales que limitan su
crecimiento. Donde las condiciones de cultivo no
son necesariamente homogéneas (dentro del
biorreactor) ni constantes (a través del tiempo), por
lo que se ocasionan cambios en el entorno en
relación a la temperatura, daños mecánicos debidos
al flujo de aire, pH, concentración de oxígeno y
nutrientes, etc. En efecto todas estas condiciones
incluyendo la inadecuada manipulación generan
cambios dentro del biorreactor “estresan” a los
organismos que necesitan adaptarse a dichos
cambios para poder crecer.
El pH en los biorreactores generó un ligero
mantenimiento de 7,23 a 6,12 al final del
tratamiento, resultado que no concuerda con
Osorio et al. (2011), quien muestra un incremento
de pH y menciona que este comportamiento se
debe a la liberación de amonio durante la fase de
metabolismo endógeno en que entra el hongo
cuando hay condiciones ambientales de limitación
de nutrientes. Esto perceptiblemente, depende del
tipo de sustrato con el cual se trabaja.
Las condiciones de operación para la remoción del
colorante azul turquesa se realizaron a 28,4 °C de
temperatura interna, pH entre 7,00 a 8,00, hasta 20
días de tiempo de operación, 0,72 vvm de flujo de
entrada de aire, 800 mL de volumen del biorreactor
2
en un área de cultivo de 0,078 m teniendo como
co-metabolito e inductor a glucosa y extracto de
levadura. La temperatura interna en los
biorreactores registra un valor mínimo de 26,0 °C y
máximo 28,4 °C. Estudios realizados con P.
ostreatus con colorantes índigo y verde presente en
un efluente, reportando temperaturas óptimas de
biodegradación de 28 °C y 32 °C, se debe
probablemente a que, dependiendo del sustrato
presente, se activan diferentes sistemas
enzimáticos responsables de la decoloración
(Chávez et al., 2003); en este caso, probablemente
difiere porque trabajaron con medios en cajas Petri
y no en biorreactores.
Responsabilidades éticas
Confidencialidad de los datos. Los autores
declaran que en este artículo los datos obtenidos
son auténticos y originales.
Conflicto de intereses
Los autores declaran no tener ningún conflicto de
intereses.
A Leif Ryvarden, micólogo, profesor en la
Universidad de Oslo, Noruega, por su importante
contribución en la identificación de los
especímenes Polyporaceos a nivel genérico y
específico. A Fritz Palomino, por el apoyo
desinteresado en el proceso de elaboración de este
documento.
AGRADECIMIENTO
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