The Biologist (Lima), 2017, 15(2), jul-dec: 387-395.
ORIGINAL ARTICLE / ARTÍCULO ORIGINAL
INFLUENCE OF PHOTOPERIOD ON TETRASELMIS STRIATA (CHLORODENDRACEAE) IN
BENTHIC CULTIVATION SYSTEM
INFLUENCIA DEL FOTOPERÍODO SOBRE TETRASELMIS STRIATA (CHLORODENDRACEAE) EN
SISTEMA DE CULTIVO BENTÓNICO
1Laboratorio de Investigación Acuícola del Instituto del Mar del Perú Sede Ilo, Jr. Mirave 101 Ilo,
Moquegua 18601, Perú
Autor para correspondencia: szevallos@imarpe.gob.pe
1
Sheyla Zevallos Feria
ISSN Versión Impresa 1816-0719
ISSN Versión en linea 1994-9073 ISSN Versión CD ROM 1994-9081
387
ABSTRACT
Microalgae form the basis of the food chain and are widely used for their nutritional properties in
aquaculture and their biological activity in various industries. Increasing their productivity through
controlled cropping systems represents a challenge that requires innovation in production systems. In this
study we studied the influence of the photoperiod on the growth of Tetraselmis striata (Butcher, 1959)
adapted to a benthic culture system. For this purpose, the crop was developed in the Laboratory of
Aquaculture Research of the Institute of the Sea of Peru, where three tests were carried out; the first
consisted in comparing the cellular density in fresh and marine water in response to two nutrient media: i)
foliar nutrient Byfolan and ii) F/2 Guillard; In the second test development was assessed in relation to i)
the water column (traditional system) and ii) in polycarbonate substrate (benthic system); and in the third
test different photoperiods were applied: i) 12:12, ii) 16: 8, iii) 18: 6 and iv) 24: 0 hours light-dark. The
results showed that the highest densities were reached in polycarbonate substrate submerged in seawater
6 -1
using F/2 Guillard, with a concentration of 1x10 cel·mL . Measurements of the specific growth rates in
response to light exposure at 24, 16, 12 and 8 light h, revealed that the highest specific growth rates were
-1
obtained at 24 h exposure to light with a value of 0,44 día , followed by 16 h of exposure with a rate of 0,42
-1 -1
día , 12 h and 8 h, both treatments with values of 0,17 días ; agreeing with the average speed of
cellular duplication, that at 24 h of exposure to light it is possible to reach duplication rates of 1,56 h;
followed by exposure to light for 16 h at 1,65 h, at 12 h of exposure to light a doubling rate of 3,97 h and
4,11 h was obtained when exposed to 8 h of light. We suggest that it is preferable to maintain the
development of the T. striata biofilm in a polycarbonate substrate submerged in sterile sea water with F/2
Guillard with constant light, representing an alternative to amplify its population under controlled
conditions. The product could potentially have applications in several sectors of the aquaculture, food,
energy, pharmaceutical, health and environmental industries.
Keywords: Photoperiod – biofilm – benthic cultivation system
The Biologist (Lima)
The Biologist
(Lima)
RESUMEN
Las microalgas constituyen la base de la cadena trófica y son ampliamente usadas por sus propiedades
nutricionales en acuicultura y su actividad biológica en diversas industrias. El incremento de su
productividad mediante sistemas de cultivo controlado representan un desafío que implica innovar los
empleados clásicamente; por lo que se determinó la influencia del fotoperíodo en el crecimiento de
Tetraselmis striata (Butcher, 1959) adaptada a un sistema de cultivo bentónico. Para tal efecto, el cultivo
se desarrolló en el Laboratorio de Investigación Acuícola del Instituto del Mar del Perú sede Ilo, Perú,
donde se efectuaron tres ensayos; el primero consistió en comparar la densidad celular en agua dulce y
marina en relación a dos medios nutritivos: i) nutriente foliar Byfolan y ii) F/2 Guillard; en el segundo
ensayo se determinó el desarrollo en i) columna de agua (sistema tradicional) y ii) en sustrato de
policarbonato (sistema bentónico); y en el tercer ensayo se aplicaron diferentes fotoperíodos: i) 12:12, ii)
16:8, iii) 18:6 y iv) 24:0 horas de luz - oscuridad. Los resultados mostraron que las mayores densidades se
alcanzaron en sustrato de policarbonato sumergido en agua de mar utilizando F/2 Guillard, con una
6 -1
concentración de 1x10 cel·mL . La estimación de la tasa de crecimiento específico evaluada por el efecto
de la exposición lumínica sobre el cultivo de T. striata a 24, 16, 12 y 8 h de luz, reveló que las mayores tasas
-1
específicas de crecimiento se obtuvieron a las 24 h de exposición a la luz con un valor de 0,44 día , seguido
-1 -1
de 16 h de exposición con una tasa de 0,42 día , 12 h y 8 h ambos tratamientos con valores de 0,17 días ;
concordando con la velocidad media de duplicación celular, que a las 24 h de exposición a la luz es posible
alcanzar velocidades de duplicación de 1.56 h; seguido de la exposición a la luz por 16 h con 1,65 h, a las
12 h de exposición a la luz se obtuvo una velocidad de duplicación de 3,97 h y 4,11 h cuando se expuso a 8
h de luz. Sugiriendo que es preferible mantener el desarrollo de la biopelícula de T. striata en un sustrato
de policarbonato sumergido en agua de mar estéril con F/2 Guillard y luz constante, representando una
alternativa para masificar su cultivo en condiciones controladas y posteriores aplicaciones en diversos
sectores de la industria acuícola, alimentaria, energética, farmacéutica, sanitaria y medioambiental.
Palabras clave: fotoperíodo – biopelícula – sistema de cultivo bentónico
388
INTRODUCCIÓN
La comunidad del plancton (del griego plangktós,
errante) está constituida por el conjunto de
organismos de pequeño tamaño que viven
suspendidos en la columna de agua y a merced de
sus corrientes; con movimientos locales y
limitados dentro de la masa de agua, incapaces de
migrar activamente en contra de mareas y
corrientes; comprenden decenas de miles de
especies como parte del fitoplancton,
microorganismos eucariotas autótrofos que
contienen clorofilas y realizan fotosíntesis
(Fidalgo, 1995). Las microalgas son organismos
fotoautótrofos, ya que obtienen la luz del sol y se
desarrollan a partir de la materia orgánica (Malgas,
2013); siendo el alimento natural de diversos
organismos filtradores y la base esencial de la
cadena trófica acuática (Benemann, 1992). Las
microalgas, son un grupo heterogéneo de plantas
que poseen una amplia diversidad de tamaños,
pigmentación, bajo nivel de especialización
celular; típicamente acuáticas y viven fijas a un
sustrato o flotando libremente en el plancton
(Uribe, 1992); soportan la producción de la
6
pesquería de recursos renovables de 100 x 10 t por
año (Muller, 2000).
El aumento de la producción acuícola y la
necesidad de cultivo de nuevas especies implican la
producción masiva de microalgas, que son un
complemento imprescindible para el desarrollo de
la acuicultura (Leon et al., 2003); tal como lo
manifestó Borowitzka (1997) y posteriormente
Chisti (2007), quienes revelaron que las microalgas
constituyen una fuente de alimentación importante
en la crianza comercial de animales acuáticos,
especialmente en larvas y juveniles de moluscos
bivalvos, rotíferos usados para alimentar larvas de
crustáceos y peces marinos; ya que la nutrición de
las larvas y juveniles depende del contenido y
Zevallos Feria
The Biologist (Lima). Vol. 15, Nº2, jul - dec 2017
La microalga Tetraselmis es usada en la producción
de biodiesel (Sheehan et al., 1998), presenta
capacidad purificadora y biocontroladora de la
calidad de agua en acuicultura (Palaco, 2008), en la
industria farmacéutica por su actividad
antimicrobiana (Dooslin & Krishnakumar, 2013),
en la obtención de metabolitos que ayuden a
mejorar la salud, que sean aditivos en alimentos o
sean aplicables en la industria (Ulloa, 2011).
Por estas consideraciones, el presente estudio se
orienta a la implementación de un sistema de
cultivo bentónico y determinación del tiempo
óptimo de exposición a la luz artificial a fin de
mejorar la producción eficiente de la microalga
Tetraselmis striata (Butcher, 1959).
Colecta de microalgas y aislamiento
La microalga fue colectada con una red para
fitoplancton (20μm) en la capa superficial del río
Locumba (LS 17º54'29,31”y LO 70º57'31,07”)
que discurre hacia los humedales de ITE (Tacna);
trasladada posteriormente al laboratorio donde fue
aislada mediante la combinación de dos métodos:
diluciones sucesivas y aislamiento en placas
usando la pipeta Pasteur (Almaguer et al., 2004),
obteniendo la cepa monoespecífica de la muestra
de agua y cultivos clonales (Trujillo, 1997);
identificada a nivel molecular por el laboratorio
MACROGEN Advancing through Genomics
(Korea del Norte).
Sistema de producción de la microalga
El sistema de cultivo bentónico (unidad
experimental) consistió en un recipiente de 4L
conteniendo una placa de policarbonato reticulada
2
con 150 cuadrantes de 1 cm como superficies de
adhesión de las microalgas, embebida en medio
líquido estéril (dulce o marina) y enriquecida con
nutriente foliar Bayfolan y/o F/2 Guillard
(Guillard, 1975); el cultivo se desarrolló en una
sala con estanterías provistas con baterías de
lámparas fluorescentes (50watts), aeración
moderada suministrada por un regenerador de aire
(blower) y temperatura constante (19ºC ±1°C)
Adaptación de microalga al sistema de cultivo
389
MATERIALES Y MÉTODO
naturaleza de los constituyentes bioquímicos de las
algas (Álvarez, 1994). Por su parte, Alvarez &
Gallardo (1989) y Pradilla & Salcedo (2010)
consideran que las microalgas tienen un amplio
espectro de aplicación, desde alimentación en
acuicultura hasta su uso en biotecnología; la misma
que consta de dos fases: producción controlada de
la biomasa algal y aprovechamiento de dicha
biomasa. Las tendencias recientes en investigación
de fármacos de fuentes naturales han demostrado
que las algas son organismos que prometen proveer
bioquímicamente compuestos activos en las
ciencias de nutrición, industria farmacéutica y la
salud pública, con énfasis en ácidos grasos,
esteroides, carotenoides, polisacáridos, lecitinas,
micosporina, aminoácidos, compuestos
halogenados y toxinas (Cardozo et al., 2007).
El cultivo de microalgas se puede llevar a cabo
mediante diversos modos de operación:
discontinuo o batch, semicontinuo o fed-batch y
continuo; demostrando que la operación en
continuo es una opción viable para el cultivo de
microalgas, ya que de este modo se alcanzan
mayores productividades, se facilita una elevada
homogeneidad del producto y una mayor
regularidad de la producción (Ulloa, 2011).
Los parámetros relevantes que deben considerarse
en un criadero están relacionados a la ubicación
cercana del plantel a la zona marina con agua de
calidad disponible, la temperatura del agua de mar,
el contenido de oxígeno, los rangos de salinidad
(Surier et al., 2010). La luz constituye un factor
fundamental en todo cultivo de microalgas,
quienes necesitan en promedio 2500 lux (Gonzales
et al., 2014), representa la fuente de energía para la
fotosíntesis y tanto la intensidad luminosa como la
longitud de onda y el fotoperiodo afectan al
crecimiento y metabolismo microalgal
(Humphrey, 1979). En los cultivos autotróficos se
suministra la luz necesaria para la fotosíntesis a
través de dos fuentes: lámparas de luz o luz solar.
Cuando se requiere una producción controlada de
biomasa, se utilizan lámparas de luz, debido a que
proporcionan menos calor en comparación a otras
variantes de luz artificial y son similarmente
efectivos en promover altas tasas de multiplicación
y crecimiento (Fidalgo, 1995). La luz debe ser
continuamente suministrada al cultivo, ya que la
energía radiante no se puede acumular (Molina et
al., 1996).
Photoperiod on Tetraselmis striata
The Biologist (Lima). Vol. 15, Nº2, jul - dec 2017
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Se realizó un primer ensayo de acondicionamiento
inoculando la microalga en agua dulce y agua de
mar con nutriente foliar Bayfolan y F/2 Guillard
(Guillard, 1975) dispuestos en tubos de 10 mL
hasta matraces de 300 mL para luego ser
inoculados en envases de 4 L y se determinó la
curva de crecimiento, tasa especifica de
crecimiento y tiempo de duplicación.
El segundo ensayo consistió en verter los inóculos
provenientes de cultivos ensayados previamente en
el sistema de cultivo bentónico; con la finalidad de
comparar la curva de crecimiento, tasa especifica
de crecimiento y tiempo de duplicación de la
microalga en la columna de agua y en la placa de
policarbonato.
Determinación del efecto del fotoperíodo
Con el objetivo de optimizar las condiciones de
cultivo de la microalga en sistema bentónico, se
realizó el tercer ensayo tendiente a evaluar el efecto
del tiempo de exposición a la luz sobre la
concentración celular de la cepa utilizada en el
estudio. Se estableció un control consistente en
bandejas por triplicado bajo iluminación constante
y tres tratamientos con fotoperiodo 12:12 (luz:
oscuridad), 18:6 (luz: oscuridad) y 6:18 (luz:
oscuridad). Previo a la evaluación, la cepa fue
aclimatada al menos tres generaciones, de acuerdo
a la condición de periodicidad lumínica a
determinar; una vez que los cultivos fueron
aclimatados, se estimaron los parámetros de
crecimiento.
Cinética de parámetros de crecimiento
Se removieron las microalgas adheridas en las
placas de policarbonato, desprendiendo 5
cuadrados al azar con un pincel delgado (Nro. 0) y
se trasvasaron en 5 tubos de ensayo conteniendo 1
mL de agua de mar estéril (microfiltrada hasta 1 µm
e irradiada con luz UV) con 1 mL de EDTA (separa
las células aglutinadas); para su recuento mediante
una cámara de Neubauer y un microscopio óptico
compuesto Carl Zeiss.
Los principales parámetros del crecimiento de un
cultivo de células, según Paniagua (1986) se
calcularon de la siguiente forma:
Tasa Específica de Crecimiento (μ)
Para la determinación de la tasa específica de
crecimiento (μ) se utilizó la concentración diaria
registrada en la fase de crecimiento exponencial del
cultivo. La tasa específica de crecimiento
poblacional se calculó con la siguiente formula:
μ = (Log N -Log N ) / (T -T )
f o f o
Donde:
N = densidad celular en Tf
f
N = densidad celular en To.
o
T = tiempo inicial de la fase exponencial
o
T =tiempo final de la fase exponencial
f
Tiempo de Duplicación (TD)
El tiempo de duplicación se obtuvo una vez
conseguida μ mediante la siguiente fórmula:
TD = Ln (2) / μ
Donde TD es el tiempo de duplicación, Ln (2) es
una constante y μ es la tasa específica de
crecimiento.
Análisis estadísticos
Los datos registrados fueron procesados en hojas
de cálculo Excel y para comparar la tasa de
crecimiento en los diferentes tratamientos se aplicó
un Análisis de Varianza de una Vía (ANOVA,
p=0,05) utilizando el software estadístico SPSS
versión 21.0, previa comprobación de la
normalidad de los datos y homocedasticidad de sus
varianzas.
Se cultivó una cepa de microalga verde
previamente aislada en cultivos axénicos e
identificada molecularmente por MACROGEN
Advancing through Genomics (Korea del Norte)
como T. striata; las condiciones de cultivo en
medio controlado estuvieron asociadas a 21°C
±1°C, pH 7,7, intensidad promedio de luz 2126 lux,
oxígeno disuelto promedio de 6,04 ml/L, salinidad
promedio de 35,146 UPS y aumento progresivo de
volúmenes desde tubo de ensayo hasta 4 L.
La curva de crecimiento en el sistema planctónico
conteniendo agua dulce enriquecida con Byfoland,
mostró que luego de la inoculación iniciada con
4 -1
3x10 cel·mL , la fase de adaptación presentó una
4 -1
caída abrupta descendiendo hasta 1x10 cel·mL al
tercer día de cultivo, para luego recuperarse dando
RESULTADOS
Zevallos Feria
The Biologist (Lima). Vol. 15, Nº2, jul - dec 2017
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paso a la fase exponencial con una concentración
4 -1
promedio de 3x10 cel·mL , evidenciando
posteriormente la fase de muerte; similar
comportamiento se presentó en el caso del cultivo
enriquecido con F/2 Guillard, donde luego de la
4 -1
inoculación iniciada con 4x10 cel·mL , la fase de
adaptación presentó una caída abrupta
4 -1
descendiendo hasta 2x10 cel·mL al tercer día de
cultivo, para recuperarse dando paso a la fase
exponencial con una concentración promedio de
4 -1
4x10 cel·mL , evidenciando posteriormente la
fase de muerte (Fig. 1).
0E+00
5E+03
1E+04
2E+04
2E+04
3E+04
3E+04
4E+04
4E+04
1 2 3 4
cel·mL-1
Días
Densidad celular (cel•mL-1) de Tetraselmis striata en
sistema planctónico
Bayfolan F/2 Guillard
Figura 1. Crecimiento de T. striata en sistema planctónico.
La curva de crecimiento determinada a partir de las
células adheridas a la placa de polipropileno (Pp)
conteniendo agua dulce enriquecida con Byfoland,
4
muestra que tras la inoculación iniciada con 8x10
-1
cel·mL , la fase de adaptación presentó una caída
4 -1
abrupta descendiendo hasta 3x10 cel·mL al
cuarto día de cultivo, sin lograr recuperarse;
mientras que en el caso del cultivo enriquecido con
F/2 Guillard, donde se muestra que luego de la
5 -1
inoculación iniciada con 4x10 cel·mL , la fase de
adaptación presentó un incremento constante
dando paso a la fase exponencial con una
6 -1
concentración promedio de 1x10 cel·mL al tercer
día de cultivo (Fig. 2).
0E+00
2E+05
4E+05
6E+05
8E+05
1E+06
1E+06
1E+06
2E+06
1 2 3 4
(cel•mL-1)
Días
Densidad celular (cel•mL-1) de Tetraselmis striata en sistema bentónico
Bayfolan F/2 Guillard
Figura 2. Crecimiento de T. striata en sistema bentónico
Photoperiod on Tetraselmis striata
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392
Determinación del efecto del fotoperíodo
Las densidades iniciales promedio de los cultivos
4
de 24, 12, 16 y 8 h luz de T. striata fueron 4x10
-1 4 -1 4 -1 4
cel·mL , 4x10 cel·mL , 1x10 cel·mL y 3x10
-1
cel·mL respectivamente, las que después de 5 días
de cultivo para los mismos tratamientos
6 -1 5
aumentaron llegando a 2x10 cel·mL , 2x10
-1 4 -1 5 -1
cel·mL , 1x10 cel·mL y 1x10 cel·mL
respectivamente (Fig. 3).
0.00E+00
2.50E+05
5.00E+05
7.50E+05
1.00E+06
1.25E+06
1.50E+06
1.75E+06
2.00E+06
2.25E+06
2.50E+06
2.75E+06
1 2 3 4 5 6
(cel•mL-1)
Días
Densidad celular de T. striata con diferentes horas de luz
Luz connua 12:12 16:08 08:16
Figura 3. Curvas de crecimiento de T. striata en sistema bentónico con diferentes horas de exposición a la luz (24, 12, 16 y 8 h
luz).
Estimación de la tasa especifica de crecimiento
La velocidad de crecimiento constante de T. striata expuesta a diferentes horas de luz se muestran en la
siguiente tabla:
Tabla 1. Tasa especica de crecimiento de T. striata en sistema bentónico con diferentes horas de exposición a la luz
(24, 12, 16 y 8 h luz)
HORAS LUZ 24 12 16 8
µ 0,44 0,17 0,42 0,17
Zevallos Feria
The Biologist (Lima). Vol. 15, Nº2, jul - dec 2017
393
La estimación del tiempo de duplicación de T.
striata mostró que durante las 24 horas de
exposición a la luz es posible alcanzar velocidades
de duplicación de 1,56 h; seguido de la exposición a
la luz por 16 h con 1,65 h, a las 12 horas de
exposición a la luz se obtuvo una velocidad de
duplicación de 3,97 h y 4,11 h cuando se expuso a 8
h de luz.
Especies del género Tetraselmis son ampliamente
utilizadas en acuicultura como alimento vivo, en
los últimos años se ha aprovechado la composición
y facilidad con la que se puede manipular para
producir metabolitos de interés comercial y para
obtener biodiesel a partir de microalgas, tal como
lo manifiesta Chisti (2007), cuyo potencial está
centrado en la productividad celular y por la
facilidad de su cultivo en sistema continuo
(Rodolfi et al., 2009); por lo que sería importante
ampliar las investigaciones sobre T. striata que
podría ser usada para estos fines, centrando
esfuerzos en su composición bioquímica,
metabolitos potencialmente interesantes para la
industria alimentaria, etc.; ya que debido a su alta
productividad, rápido crecimiento y valor
económico, las investigaciones en este campo
vienen aumentando (OHSE et al., 2008).
En este estudio, se observó que T. striata es capaz
de fijarse a un sustrato tal como lo indica Uribe
(1992) sobre su hábitat; y mantener una producción
constante en el sistema de cultivo bentónico y
semicontinuo, este último planteado por Ulloa
(2011) como una alternativa para la producción
viable y permanente; así mismo, se determinó que
la luz constante es el factor que permite mantener
altas densidades celulares en el sistema de cultivo
bentónico, por lo que coincidimos con Molina et al.
(1996) quienes destacan que la luz debe ser
continuamente suministrada al cultivo porque
representa la fuente de energía para la fotosíntesis y
tanto la intensidad luminosa como la longitud de
onda y el fotoperiodo afectan al crecimiento y
metabolismo microalgal (Humphrey, 1979).
A medida que fue decreciendo la exposición de las
microalgas a la luz, estas se vieron afectadas en
términos de densidad, por lo que compartimos lo
manifestado por Gonzáles (2000), quien estableció
que la adaptación de las microalgas a variaciones
extremas en la intensidad de luz, es decir, a la luz y
sombra, es un fenómeno muy conocido y
caracterizado por cambios en el contenido
intracelular de pigmentos, generalmente
acompañados por cambios en la respuesta
fotosintética y en la composición bioquímica.
Lo señalado anteriormente, se respalda con lo
mencionado por López & et al. (2009); ya que en el
caso de T. striata como en la mayoría de microalgas
el crecimiento se lleva a cabo durante el periodo de
luz debido a que a través de la fotosíntesis generan
material orgánico y energía suficiente para este
proceso, así como la división celular.
A diferencia del trabajo realizado por López et al.
(2009) sobre el crecimiento de la diatomea
Thalassiosira pseudonana (Cleve, 1873) en
cultivos estáticos con luminosidad permanente y a
un fotoperiodo a diversas salinidades, en el que
determinó que la densidad celular de T.
pseudonana no se vio afectada por las condiciones
de luz, pero si disminuyeron las tasas de
crecimiento máxima con fotoperiodo; los cultivos
con fotoperiodo 12 h luz:12 h oscuridad tuvieron
un crecimiento menor; nuestro trabajo mantuvo
altas densidades celulares y las mejores tasas
específicas de crecimiento a menores tiempos de
duplicación con luz constante.
Coincidiendo con los resultados de Humprey
(1979), que encontró un crecimiento más lento de
Chaetoceros didymus (Ehrenberg, 1845),
Chroomonas sp. (Hansgirg, 1885), Cylindrotheca
closterium (Ehrenberg) (Reimann & J.C.Lewin
1964), Dunaliella tertiolecta (Teodoresco, 1905),
Pavlova lutheri (Droop) (J.C.Green 1975) y
Phaeodactylum tricornutum (Bohlin, 1897)
cuando crecieron en un ciclo 12 h luz: 12 h
oscuridad comparado con cultivos expuestos a
iluminación continua; quedando evidenciado en
esta investigación que la iluminación continua
favoreció el crecimiento de T. striata; tal como lo
señalan Tzovenis et al. (2003) al encontrar que la
tasa de crecimiento máxima para una cepa de
Isochrysis galbana (T-ISO) (Parke, 1949), fue
mayor con iluminación continua y disminuyó con
el fotoperiodo.
Por su parte, Viramontes-Robles (1991), evalúo el
DISCUSIÓN
Photoperiod on Tetraselmis striata
The Biologist (Lima). Vol. 15, Nº2, jul - dec 2017
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efecto de tres fotoperiodos: 12:12, 14:10 y 16:8 e
iluminación continua en el crecimiento de
Chaetoceros muelleri (Lemmermann, 1898),
Skeletonema costatum (Cleve, 1873) y Tetraselmis
suecica (Butcher, 1959), encontrando que las dos
diatomeas crecieron bien en cualquiera de las
intensidades luminosas, pero Tetraselmis creció
menos con fotoperiodo que con iluminación
continua; situación similar se presentó en los
ensayos realizados en esta investigación; ya que al
aplicar 24:00, 16:8, 12:12 y 8:16 de fotoperíodo, a
medida que fue disminuyendo la luz se evidenció
menores concentraciones celulares, una tasa
especifica de crecimiento descendente y mayor
tiempo de duplicación celular de T. striata.
El hecho de que Tetraselmis adquiera un hábito
bentónico de crecimiento propició una dificultad
para Arredondo et al. (1997) en su recuento, ya que
fue muy difícil conseguir una muestra homogénea
a través de la cuantificación directa en la cámara de
Neubauer; optando por la implementación de la
técnica de extracción de pigmentos con acetona y la
determinación de la absorbancia por medio de
espectrofotometría, que permite la determinación
de las concentraciones de clorofilas a y c presentes
en las diatomeas. En esta investigación usamos 1
mL de EDTA para separar las células aglutinadas
de T. striata obteniendo resultados favorables
durante su recuento en la cámara de Neubauer.
La producción de T. striata bajo este sistema de
cultivo bentónico en agua marina con F/2 Guillard
y luz constante constituye una estrategia de
alimentación para organismos que requieren un
sustrato para fijarse y alimentarse; contribuyendo a
la acuicultura; así mismo, podría emplearse en
diversas aplicaciones como en alguna fase de
sistemas de tratamiento de aguas residuales.
Esta investigación se llevó a cabo gracias al apoyo
logístico del Instituto del Mar del Perú; la autora
agradece a Kattyahna Vega Ascuña por su valioso
desempeño en la parte experimental y a todas las
personas que brindaron su apoyo en el campo y en
la fase experimental de esta investigación.
AGRADECIMIENTOS
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