Resistencia antibiótica de bacilos
gramnegativos de ambientes intrahospitalarios
Antibiotic resistance of gram-negative bacilli in hospital environments
Recibido: marzo 17 de 2016 | Revisado: abril 14 de 2016 | Aceptado: mayo 23 de 2016
César Guerrero Barrantes1 Alfredo Guillén Oneeglio1
Roberto Rojas León1 Alberto Díaz Tello1 Edix Noriega Romero1
Ab s t r act
Gram-negative bacilli are committed as caus-es
of nosocomial infections, being necessary to
maintain a constant monitoring of critical
environments in health centers and determine
antibiotic resistance in bacteria, the toughest
genres, frequent resistance observed in them and
which services are mostly contaminated. 74
isolates from different areas of hospital services
obtained by smear surfaces and their respective
culture and bacterial identification were eval-
uated. The isolated species were: E. coli (29),
Enterobacter cloacae (11), Enterobacter ag-
glomerans (10), Klebsiella pneumoniae (9), Cit-
robacter freundii (3), Serratia marcescens (5),
Pantoea agglomerans (4), Aeromonas spp . (2)
and Proteus vulgaris (1). The mostly contami-
nated services were: Intermediate Care, Internal
Medicine, Surgery and Neurology. The average
resistance strength in the tested crops was 33%,
with 58% to ampicillin, 45% to Cefoxitin, 41%
for Aztreonam, 39% to Ceftazidime, Ceftriax-
one and Nitrofurantoin, while for Imipenem was
22%, 27% for Meropenem, 11% for Ami-kacin
and finally, Piperacillin tazobactam with 9%.
Antibiotic multidrug resistance occurred in 69%
of the crops, especially in Aeromonas, Proteus
vulgaris, Klebsiella pneumoniae, Citro-bacter
freundii, Sarratia marcescens and E. coli. The
trend of antibiotic resistance is rising, espe-
cially to cephalosporins and carbapenems.
Keywords: Resistance, gram-negative
bacilli, hospital environmental
Re su m e n
Los bacilos gramnegativos están comprometidos como
causales de infecciones intrahospitalarias, siendo
necesario mantener una vigilancia constante de los
ambientes críticos de los centros de salud y determinar la
resistencia antibiótica de las bacterias, los géneros más
resistentes, las resistencias frecuentes observadas en ellos
y los servicios mayormente contaminados. Se evaluaron
74 cultivos aislados de diferentes superficies de los
servicios hospitalarios, obtenidos por frotis de las
superficies y su respectivo cultivo e identificación
bacteriana. Las especies aisladas fueron: E. coli (29),
Enterobacter cloacae (11), Enterobacter agglomerans
(10), Klebsiella pneumoniae (9), Citrobacter freundii
(3), Serratia marcescens (5), Pantoea agglomerans
(4), Aeromonas spp. (2) y Proteus vulgaris (1). Los
servicios mayormente contaminados fueron: Cuidados
Intermedios, Medicina Interna, Cirugía y Neurología. La
resistencia promedio en los cultivos evaluados fue del
33%, con el 58% para Ampicilina, el 45% para
Cefoxitina, el 41% para Aztreonam, el 39% para
Ceftazidima, Ceftriaxona y Nitrofurantoina, mientras que
para Imipenem fue el 22%, para Meropenem el 27%,
para Amikacin el 11% y Piperacilina-Tazobactan el 9%.
La multirresistencia antibiótica se dio en el 69% de los
cultivos, especialmente en Aeromonas,
Proteus vulgaris, Klebsiella pneumoniae, Citrobacter
freundii, Sarratia marcescens y E. coli. La tendencia
de la resistencia antibiótica es ascendente,
especialmente a las cefalosporinas y carbapenemes.
Palabras clave: Resistencia, bacilos gram-
negativos, ambientes intrahospitalarios
1 Facultad de Tecnología Médica, Universidad Nacional Federico Villarreal
| Cátedra Villarreal | Lima, perú | V. 4 | N. 1 | PP. 101-114 | enero -junio | 2016 | issn 2310-4767 101
César Guerrero Barrantes, Alfredo Guillén Oneeglio, Roberto Rojas León, Alberto Díaz Tello, Edix Noriega Romero
INTRODUCCIÓN
Las infecciones intrahospitalarias (IIH)
son un problema importante de salud
pública a nivel mundial, y con gran
impacto social y económico. Se
encuentran comprometidas todos los
centros de salud y se presenta como una
de las principales causas de morbilidad y
mortalidad, estimándose que su
mortalidad está entre 1% a 3% de los
pacientes ingresados (Nodarse, 2002).
La vigilancia rutinaria constituye un
componente fundamental en los
programas de prevención y control de la
infección nosocomial. El Centro para el
Control de las Enfermedades (Garner,
Jarvis, Emori, Horan & Hughes, 1988),
considera que una IIH, es toda infección
que no esté presente o incubándose en el
momento del ingreso en el hospital, que
se manifieste clínicamente, o sea
descubierta por la observación directa
durante la cirugía, endoscopia y otras
pruebas de diagnóstico, o que sea basada
en el criterio clínico. Se incluyen a
aquellas que por su período de
incubación se manifiestan
posteriormente al alta del paciente y se
relacionen con los procederes o la
actividad hospitalaria, así como las
relacionadas con los servicios
ambulatorios.
Actualmente, las infecciones
nosocomiales son un indicador en la
calidad de los servicios prestados a los
pacientes, pues una elevada frecuencia
de este tipo de infecciones comprueba la
calidad deficiente de la prestación de
servicios de atención de salud,
ocasionando costos que pueden ser
evitados (Ducel, Fabry & Nicolle, 2003).
A pesar del avance alcanzado en la
atención hospitalaria y de salud pública,
siguen manifestándose infecciones en
pacientes hospitalizados, que también
pueden afectar al personal de los
hospitales. Las condiciones de
hacinamiento dentro del hospital, la
concentración de pacientes muy
susceptibles a infección en un recinto
hospitalario (como aquellos de las áreas
de quemados, de cuidados intensivos y
postoperatorios o cirugía) y la escasa o
falta de vigilancia en la prevención de
proliferación de los microorganismos en
los recintos hospitalarios, pueden influir
en las manifestaciones de las
infecciones intrahospitalarias.
Las IIH tienen un origen
multifactorial donde intervienen los tres
componentes que forman la cadena de la
infección, los cuales interactúan entre sí,
como son: los agentes infecciosos, el
hospedador y el medio ambiente
(Nodarse, 2002). Entre los agentes
infecciosos, se debe considerar al tipo
(bacterias, virus, hongos o parásitos),
sus atributos para producir enfermedad
(virulencia, toxigenicidad), la
estabilidad de su estructura antigénica,
así como su capacidad de resistencia
múltiple a los agentes antimicrobianos
(Ramón & Fernández, 2008).
El segundo elemento es el
hospedador, quien con su capacidad
inmunitaria tiene un papel decisivo en
el proceso infeccioso, pues la mayoría
de las infecciones intrahospitalarias se
producen en grupos de pacientes con
características como la edad (50 a 90
años), malnutrición, traumatismos,
enfermedades crónicas, tratamientos
con inmunosupresores y
antimicrobianos, así como aquellos
sometidos a procedimientos invasivos
de diagnóstico o terapéuticos, que los
hacen más susceptibles de adquirir
infecciones durante su estancia en el
hospital (Nodarse, 2002).
El último elemento de la cadena es el
medio ambiente, tanto animado como
inanimado, conformado por el entorno
hospitalario, los equipos e instrumental
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Resistencia antibiótica de bacilos gramnegativos de ambientes intrahospitalarios
para el diagnóstico y tratamiento,
los materiales de cura y las
soluciones desinfectantes y sobre
todo el personal asistencial.
Las infecciones intrahospitalarias
(IIH) constituyen un gran problema de
salud pública, no solo por su alta
frecuencia, sino por sus consecuencias
que se traducen en términos de morbi-
mortalidad, aumento de costos y
prolongación de estancia hospitalaria.
La biota microbiana puede contaminar
objetos, dispositivos (Srinivasan et al.,
2003) y materiales (van’t Veen et al.,
2005), que luego entran en contacto con
sitios vulnerables del cuerpo de los
pacientes. Padrón, M. Valdés, Valdés y
Rodríguez (2010), en Cuba, reportaron
que la tasa global anual de IIH fue de 4.1
casos por cada 100 pacientes egresados,
cuya localización de sepsis más
frecuentes fueron las infecciones
respiratorias (68.7%) seguidas por las
infecciones urinarias (20.5%) y el agente
causal de mayor circulación en el
ambiente intrahospitalario fue
Escherichia coli., mientras que Ramos y
Alonso (2011), en Venezuela, evaluaron
la resistencia a agentes desinfectantes en
cepas bacterianas multirresistentes a los
antibióticos de uso frecuente, aisladas de
ambientes naturales y desde pacientes
hospitalizados, observándose que los
microorganismos gramnegativos, como
Pseudomonas aeruginosa, resultaron ser
los más resistentes, resaltando que las
cepas ambientales presentaron niveles
mayores de resistencia a los
desinfectantes en comparación con las
hospitalarias.
En Perú, Flores et al. (2008) reportan
el 12% de infecciones urinarias
intrahospitalarias en un Hospital de
Lima, donde aíslan E. coli y Klebsiella
pneumoniae, donde el primero expresó
una
resistencia a
ciprofloxacina
y ceftriaxona, pero
fue sensibles a
los
aminoglicósidos,
mientras que
Guerrero, Guillén, Díaz y Rojas (2008),
reportaronmultirresistenciaantibiótica,
demostrando betalactamasas de espectro
extendido /BLEE), en bacilos
gramnegativos aislados de bacteriemias.
El control de la infección nosocomial,
producida por el ambiente es un factor
fundamental cuando hablamos de
algunas áreas críticas en los centros de
salud, particularmente de las áreas
quirúrgicas en los hospitales, pues la
verificación de la calidad ambiental en
estas áreas es un medio decisivo y
valioso que sirve de guía al equipo de
vigilancia implicado en el control de la
infección nosocomial (Sehulster &
Chinn, 2003). El ambiente hospitalario
ofrece un riesgo potencial de adquirir
una infección, tanto para los pacientes,
como para su familia, el personal,
estudiantes y visitas.
La fuente de los microorganismos que
causan infecciones nosocomiales pueden
ser los propios pacientes (fuente
endógena) o el ambiente y personal
hospitalario (fuente exógena) y algunos
microbios pueden sobrevivir en
superficies largos tiempos (Kramer,
Schwebke & Kampf, 2006). Estas
superficies ambientales pueden estar
implicadas en la transferencia de
microorganismos a los pacientes y
posteriormente en el desarrollo de las
infecciones asociadas a hospital
(McGowan, 2006; Richards, Edwards,
Culver & Gaynes, 2000). Siempre que la
resistencia de un paciente esté
disminuida, ya sea a causa de una
intervención, un traumatismo o una
enfermedad, los microorganismos
corporales pueden multiplicarse y se
manifiesta una infección (Neely, 2008).
Un factor crítico para la transmisión
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César Guerrero Barrantes, Alfredo Guillén Oneeglio, Roberto Rojas León, Alberto Díaz Tello, Edix Noriega Romero
de un microorganismo de un trabajador
sanitario o paciente al medio ambiente y
luego a otra persona es la capacidad de ese
microbio para sobrevivir en la superficie
del medio ambiente, pues la persistencia
microbiana en superficies secas, es uno de
los factores críticos importantes, como lo
señala Scott y Bloomfield (1990) con la
transferencia de S. aureus, Escherichia
coli y Klebsiella, desde ropa contaminada
a las yemas de los dedos o a una superficie
laminada, o la adquisición de
contaminantes desde la superficies
nosocomiales a las manos y de éstas al
paciente (Bhalla et al., 2004) y también
Hota (2004), Johnston et al. (2006) y
Pyrek (2002), quienes atribuyen a los
fómites en el ambiente un papel
significativo en la transmisión nosocomial
de microorganismos.
El uso de antibióticos frente a las
infecciones, ya sea de forma empírica,
preventiva o tras el diagnóstico de la
infección con evidencia microbiológica,
es un factor importante en la
trascendencia de la infección
nosocomial, pues es indudable que la
terapia antibiótica tiende a favorecer el
aumento de riesgo de infección (Ducel
et al., 2003). Los integrantes de la
familia Enterobacteriaceae y los
Bacilos Gramnegativos No
Fermentadores (BGNF), aislados de
bacteriemias en pacientes con
infecciones intrahospitalarias, en centros
de salud de Lima, presentan
multirresistencia antibiótica incluyendo
a imipenem y meropenem (Guerrero et
al., 2008); esto nos permite advertir la
posibilidad de riesgo que estos
microorganismos con tales resistencia
antibiótica pueda revertir al medio
ambiente y se encuentren interactuando
con los pacientes hospitalizados.
Son los bacilos gramnegativos los
mayormente comprometidos como
causales de las diversas infecciones
intrahospitalarias (Srinivasan et al.,
2003), con gran tendencias a la
resistencia antibiótica (van’t Veen et al.,
2005), detectados a nivel de América
latina, en especial los bacilos Gram-
negativos no fermentadores como son
Pseudomonas y Acinetobacter que
incluyen resistencia a los carbapenems
(Organización Panamericana de la
Salud, 1995), así como también con los
fermentadores como E. coli y Klebsiella
con altas tasas de resistencia a ß-
lactámicos y con producción de BLEE
(Ramón & Fernández, 2008); mientras
que en el Perú, Rivera-Jacinto,
Rodríguez-Ulloa, Huayán-Dávila y
Mercado-Martínez (2011), reportaron el
aislamiento de Enterobacter cloacae, E
scherichia coli, Citrobacter freundii y
Klebsiella pneumoniae, con
multirresistencia antibiótica, desde
grifos, lavaderos, mesas y tableros de un
centro hospitalario en Cajamarca.
La resistencia microbiana a múltiples
sustancias como antibióticos y
desinfectantes es un problema de salud
pública dado por el uso indiscriminado
de éstos y la presión selectiva ambiental
ocasionado por antisépticos y
desinfectantes de aplicación rutinaria
y que generan indudablemente una
respuesta de supervivencia en los
microorganismos, que los capacita
para evadir con eficiencia la acción
bactericida de algunos agentes. Estos
hallazgos obligan a mantener una
vigilancia constante de los ambientes
críticos de los diferentes centros de
salud, por tal motivo nuestro interés a
través del presente trabajo es
determinar la resistencia antibiótica de
los bacilos gramnegativos, aislados de
ambientes críticos intrahospitalario, así
como determinar los géneros o grupos
bacterianos resistentes, así como la
resistencia más frecuente observada en
ellos y los servicios
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Resistencia antibiótica de bacilos gramnegativos de ambientes intrahospitalarios
mayormente contaminados con
bacilos gramnegativos resistentes a
los antibióticos.
MÉTODO
Es un estudio prospectivo y descriptivo,
basado en la determinación de la
resistencia antibiótica, por difusión en
placa, de bacilos gramnegativos aislados
de ambientes intrahospitalarios de alto
riesgo y en la identificación de estos
cultivos microbianos.
1. Participantes: Se evaluaron los
ambientes de los servicios de la
Unidad de Cuidados Intermedios
(UCIm), Pediatría, Cirugía (C),
Neumología, Neurología,
Reumatología, Oncología, Medicina
Interna y Gastroenterología, de un
Centro de Salud de Lima. Se
practicó un muestreo por semana, en
los períodos de máxima actividad del
área, en los meses de marzo a
setiembre. Se tomaron dos tipos de
muestras, las obtenidas de
superficies como mesas, lavaderos,
sillas, camas, camillas, pisos,
paredes y ambientes. Para el primer
caso se procedió a aplicar la técnica
de frotación de las superficies de las
diversas fuentes, utilizando hisopos
y buffer fosfato con lecitina y
polisorbato; mientras que para el
segundo, se realizó por la técnica de
la placa expuesta.
2. Instrumentos: Los materiales y/o
reactivos o aparatos indicados
líneas abajo fueron los necesarios,
tanto en la recolección y
procesamiento de muestras, como en
la identificación y determinación de
la resistencia antibiótica de los
cultivos bacterianos.
a. Equipos : Balanza 01, g -200
g; Autoclave 121ºC; Vórtex o
agitador ; incubador
35ºC ±
2ºC;
Destilador;
Micropipetas de
10 a 100 mL y
Conservador (caja térmica).
b. Materiales,
soluciones
y
reactivos
: Tips o puntas estériles;
placas petri de 90 a
100
mm diámetro; tubos de ensayo
tapa rosca 25x150 mm y 13x100
mm; matraces de 1 L y 500 ml;
viales de vidrio x 5 ml (conservar
cepas); vasos de precipitación
Beaker x 500 ml; gradillas para
tubos; pipetas de 1 ml, 5ml y 10
ml; guantes de látex (pares);
hisopos de algodón estériles;
Caldo Tripticasa de soya (TSB);
agar tripticasa de soya (TSA);
agar Mac Conkey (MC); agar
Mueller Hinton; agar base
sangre; agar base para
fermentación (O/F); agar
Cetrimide; Triple Azúcar Fierro
(TSI); Lisina Fierro Agar (LIA);
medio SIM; medio Ox-Ferm-
glucosa; tubos MacFarland
0,5; glicerol; tetrametil-
parafenilendiamino-HCl; Set de
colorante Gram; polisorbato o
tween; lecitina; Buffer Fosfato
Salino; discos de sensibilidad
antibiótica: Aztreonam (30µg),
cefotaxima (30µg), ceftazidima
(30µg), ceftriaxona (30mg),
cefoxitina (30µg), Ampicilina
(10 µg), amoxicilina-ácido
clavulánico (30/10µg); sulfa-
metoxazol trimetoprim
(23,75/1,25 µg), amikacina
(30µg), ciprofloxacina (5 µg),
Nitrofurantoían (300 µg),
imipenem (10µg) y
meropenem (10 µg).
3. Procedimiento: Procesamiento
de muestras y aislamientos bacterias
ambientales.
a. Toma y procesamiento de
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muestras de ambientes
intrahospitalarios: Se evaluaron
los ambientes de los servicios de
la Unidad de Cuidados Intensivos
(UCI), la Sala de Quemados (SQ)
y Hospitalización Cirugía (C), de
dos Centros de Salud de Lima.
La frecuencia de los muestreos es
determinada por la capacidad
operativa y los tiempos de
procesamiento de las muestras.
Se practicaron un muestreo por
semana, en los períodos de
máxima actividad del área. Se
tomaron dos tipos de muestras,
las obtenidas de superficies como
tableros, mesas, lavaderos y
otras; y del ambiente.
a.1. Superficies
(Calderón,
1990):
Con
un
hisopo
de
algodón
estéril,
previamente
embebido
con
solución
buffer
fosfato
salino con lecitina (0,07%)
y
polisorbato
(0,5%),
rotamos sobre la superficie,
tratando de abarcar 200 cm
2
.
Inmediatamente colocamos
el hisopo dentro de un
tubo con agar Stuart para
su transporte al laboratorio
y siembra
respectiva
o
sembrar directamente en las
placas de aislamiento. Como
medios
de
aislamiento
se
utilizaron
Agar
Sangre,
Agar
Mac
Conkey
y
Agar
Cetrimide,
todos
ellos
conteniendo
como
neutralizantes
a
lecitina
(0,07%)
y
Polisorbato
(0,5%). La incubación se
realizó a 35ºC por 24 a 48
horas.
a.2. Ambientes: Se utilizará la
técnica de la Placa Expuesta,
conteniendo Agar sangre y/o
Agar Tripticasa de Soya, por
un tiempo de 30 minutos
(Calderón, 1990), en los
puntos críticos previamente
señalados. Las placas serán
incubadas a 35ºC por 48
horas y 25ºC por 48 horas.
b. Identificación de cultivos
bacterianos. Para realizar el estudio
de identificación de los cultivos
bacterianos aislados se procedió con
la coloración Gram, la prueba de la
citocromooxidasa, la prueba de
oxidación/fermentación de glucosa,
así como la inoculación en los medios
de agar TSI, LIA, medio MIO, SIM,
agar citrato, caldo glucosado (VP-
RM) y otros, según los métodos
estándares microbiológicos
convencionales (MacFaddin, 2003).
c. Determinación de resistencia
antibiótico. Se utilizó el
método de difusión en disco,
recomendado por National
Committee for Clinical
Laboratory Standards (2000),
ahora Clinical & Laboratory
Standards Institute. Se preparó
una suspensión bacteriana
correspondiente al 0,5
McFarland a partir de un cultivo
desarrollado en Agar Tripticasa
de Soya. Embebido un hisopo
con la suspensión se sembró
masivamente sobre la superficie
de Agar Mueller Hinton en placa
y coloca los discos de
sensibilidad: Aztreonam (30 µg),
imipenem (10µg), cefotaxima
(30µg), ceftazidima (30µg),
ceftriaxona (30 µg), cefoxitina
(30µg), ampicilina (10 µg),
amoxicilina-acido clavulánico
(30/10 µg), sulfametoxazol
trimetoprim (23,75/1,25 µg),
amikacina (30 µg), piperacilina
(10 mg), ciprofloxacina (5 µg),
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Resistencia antibiótica de bacilos gramnegativos de ambientes intrahospitalarios
nitrofurantina (300 µg). Incubar
las placas a 37°C por 24 horas.
Los diámetros de los halos de
inhibición fueron comparados con
lo establecido en las tablas de
National Committee for Clinical
Laboratory Standards (2003).
RESULTADOS
Se aislaron 74 cultivos bacterianos,
bacilos gramnegativos, que
correspondieron a especies de la familia
Enterobacteriaceae, con 29 cultivos de
E. coli (39,2%), 11 cepas de
Enterobacter cloacae (14,9%), 10 de
Enterobacter aerogenes (13,5%), 9 de
Tabla 1
Klebsiella pneumoniae (12,2%), cinco
de Serratia marcescens (6,8%), cuatro
cultivos de Pantoea agglomerans
(5,4%), tres de Citrobacter freundii
(4,1%) y Proteus vulgaris (1,4%); y
de la familia Aeromonadaceae, se
aislaron dos cultivos de Aeromonas
spp (2,7%), como se detalla en la
Tabla 1, aisladas desde superficies de
muebles, mesas, cama, camilla, sillas,
lavaderos, cortinas, perillas de caños,
pared y piso, de los diferentes
servicios nosocomiales, como
Neurología, Neumología, Pediatría,
Cirugía, Cuidados intermedios,
Reumatología, Medicina Interna,
Gastroenterología y Oncología.
Bacilos gramnegativos aislados desde ambientes nosocomiales
Especies
Frecuencia
n
%
Escherichia coli
29
39,2
Enterobacter cloacae
11
14,9
Klebsiella pneumoniae
9
12,2
Citrobacter freundii
3
4,1
Enterobacter aerogenes
10
13,5
Serratia marcescens
5
6,8
Pantoea agglomerans
4
5,4
Aeromonas
2
2,7
Proteus vulgaris
1
1,4
Total
74
100
Estos cultivos fueron aislados con
mayor frecuencia (con mayor número de
aislamientos) desde los servicios de
Cuidados Intermedios, Medicina
Interna, Cirugía y Neurología (Tabla 2),
donde las fuentes de aislamiento más
frecuentes fueron las cortinas, mesa de
medicinas, manija de caños, mesa de
comida, barandas de cama y camillas.
| Cátedra Villarreal | V. 4 | No. 1 | enero -junio | 2016 | 107
César Guerrero Barrantes, Alfredo Guillén Oneeglio, Roberto Rojas León, Alberto Díaz Tello, Edix Noriega Romero
Tabla 2
Niveles de contaminación de los servicios nosocomiales por bacilos gramnegativos
ESPECIES
Escherichia coli
Enterobacter cloacae
Klebsiella pneumoniae
Citrobacter freundii
Enterobacter aerogenes
Serratia marcescens
Pantoea agglomerans
Aeromonas spp
Proteus vulgaris
TOTAL
SERVICIOS HOSPITALARIOS
NEUROL.
ONCO.
MED.
INT.
PEDIAT.
CUID.IN
TERM.
GASTRO
NEUMO.
CIRUG.
REUMA.
3
3
4
3
6
0
1
9
0
2
0
2
1
1
0
0
2
3
1
1
3
0
1
1
0
2
0
0
0
2
0
0
0
0
1
0
2
1
4
0
2
0
1
0
0
1
0
0
1
3
0
0
0
0
2
1
0
0
1
0
0
0
0
1
0
0
0
0
0
0
0
1
0
0
0
0
1
0
0
0
0
12
6
15
5
15
1
2
14
4
TOTAL
29
11
9
3
10
5
4
2
1
74
Nota: NEUROL.: Neurología; ONCO:Oncología; MED:INT: Medicina Interna; PEDIAT:Pediatría; CUID.
INTERM.: Cuidados intermedios; GASTRO:Gastroenterología; NEUMO: Neumología; CIRUG:Cirugía;
REUMA: Reumatología.
De los 74 cultivos bacilos gramnegativos
evaluados frente a los discos de
antibióticos, como se puede observar en la
Tabla 3, el 58% demostró resistencia a la
Ampicilina, el 45% fue resistente a
Cefoxitina, el 41% a Aztreonan y el 39%
expresó resistencia a cada uno de los
antibióticos Cefotaxima, Ceftriaxona y
Nitrofurantoina. Sin embargo, estos
cultivos demostraron menos resistencia a
Piperacilina-Tazobactan (9%) y Amikacin
(11%), seguido por Imipenem (22%) y
Meropenem (27%). Casi todos
los cultivos de los respectivos géneros
evaluados expresaron resistencia a más
de un antibiótico, observándose a 51
cultivos (69%) con multirresistencia,
resaltando casos como en Aeromonas
spp, Proteus vulgaris, Citrobacter
freundii, Klebsiella pneumoniae y E.
coli. (Figuras 1 y 2). Es importante
señalar que entre los cultivos de E. coli
aislados, la resistencia manifestada con
mayor frecuencia (entre 38% a 45%)
fueron ante los antibióticos
Ciprofloxacina, Cefoxitina, Ampicilina
108 | Cátedra Villarreal | V. 4 | No. 1 | enero -junio | 2016 |
Resistencia antibiótica de bacilos gramnegativos de ambientes intrahospitalarios
y Ceftazidima, mientras que Klebsiella
pneumoniae expresó mayor resistencia
(entre 44% a 67%) a los antibióticos
Ampicilina, Nitrofurantoína, Aztronam
y Meropenem; además de Citrobacter
freundii con una resistencias importante
(entre 67% a 100%) ante Ampicilina,
Aztronam, Cefotaxima,
Ciprofloxacina, Imipenem y
Meropenem. Pero los cultivos de
Aeromonas (2) y Proteus vulgaris
(1), mostraron resistencia entre ocho
a más antibióticos de los evaluados.
Tabla 3
Resistencia antibiótica de bacilos gramnegativos de ambientes hospitalarios
RESISTENCIA ANTIBIOTICA
ESPECIES
Escherichia
coli
Enterobacter
cloacae
Klebsiella
pneumoniae
Citrobacter
freundii
Enterobacter
aerogenes
Serratia
marcescens
Pantoea
agglomerans
Aeromonas
spp.
Proteus
vulgaris
TOTAL
CEPASEVAL.
AMP
AZT
CF0TX
CFTZ
CFTR
CFOXT
AMOXA
C
SXT
AK
CIPR
FM
IM
ME
PPTZ
n % % % % % % % % % % % % % %
29
41
28
31
38
31
45
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31
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28
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11
55
55
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27
36
36
36
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9
18
18
9
0
0
9
67
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33
33
33
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11
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33
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39
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39
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35
35
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30
39
22
27
9
Nota: AMP: Ampicilina; AZT: Aztreonam; CFOTX: Cefotaxima; CEFTZ: Ceftazidima; CFTR:Ceftriaxona;
CFOXT: Cefoxitina; AMOX-AC:Amoxicilina-Acido Clavulánico;SXT: Sulfametoxzazol
Trimetoprim; AK:Amikacin; CIPR: Ciprofloxacina;FM:Nitrofurantoìna; IM: Imipenem;
ME:Meropenem, PPTZ:Piperacilina-Tazobacta
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César Guerrero Barrantes, Alfredo Guillén Oneeglio, Roberto Rojas León, Alberto Díaz Tello, Edix Noriega Romero
Figura 1. Resistencia antibiótica en Klebsiella pneumoniae
Figura 2. Resistencia antibiótica en e. coli
DISCUSIÓN
El entrono inanimado hospitalario, como
superficies, instrumentos y equi-pos
suelen contaminarse con microor-
ganismos potencialmente patógenos,
donde los fómites juegan un rol impor-
tante como reservorios (Hota, 2004;
Pyrek, 2002), como se demuestra en
nuestros hallazgos, donde los objetos y
superficies nosocomiales, entre ellos, las
mesas, cama, camilla, sillas, lavaderos,
cortinas, perillas de caños, pared y piso,
de los diferentes servicios nosocomia-
les, confirmándose a lo indicado por
Kramer et. al (2006), que señalan que los
microorganismos pueden persistir sobre
una superficie inanimada por se-manas o
meses, aún con programas de limpieza y
desinfección, comportán-dose como
reservorios de una variedad de
microorganismos potencialmente
patógenos, fundamentalmente por su
110 | Cátedra Villarreal | V. 4 | No. 1 | enero -junio | 2016 |
Resistencia antibiótica de bacilos gramnegativos de ambientes intrahospitalarios
capacidad de resistencia antibiótica y la
interacción que puede darse entre el
profesional de la salud y los pacien-tes
proclives a una mayor susceptibili-dad a
contraer una infección por estos agentes
infecciosos, estableciéndose así la
transferencia de estos microorganis-mos
a los pacientes y el subsiguiente de-
sarrollo de infecciones asociadas al hos-
pital, también indicado por McGowan
(2006). Los aislamientos determina-dos
en nuestro estudio se limita prin-
cipalmente a especies de la Familia
Enterobacteriaceae, sumándose la pres-
encia del género Aeromonas, que cor-
responde a la familia Aeromonadaceae;
observándose el aislamiento más fre-
cuente el de Escherichia coli, seguido
por Enterobacter cloacae, Enterobacter
aerogenes y Klebsiella pneumoni-ae,
hallazgos similares obtenidos por
Rivera-Jacinto et al. (2011), en un cen-
tro de Salud de Cajamarca; las tres
primeras especies son comunes como
agentes causales de infecciones urinar-
ias y la última implicada en casos de
sepsis o infecciones post operatoria e
infecciones respiratorias, justo los tres
tipos de infecciones intrahospitalarias
más importantes en nuestros hospital-es
locales y de América Latina, como lo
señalan Flores et al. (2008) y Ducel et
al. (2003).
La resistencia antibiótica promedio
del 33%, expresada por los cultivos
evaluados es similar a la resistencia
promedio señalada por Rivera-Jacinto
et al. (2011), en Cajamarca,
principalmente ante ampicilina,
cefoxitina, aztreonam, cefotaxima,
ceftriaxona y nitrofurantoína,
Amoxicilina-Acido Clavulánico y
Ceftazidima. La multirresistencia
antibiótica, señalada por Ramón y
Fernández (2006) como un atributo de
los microorganismos para producir
enfermedad, observada en los cultivos
evaluados fueron muy frecuentes (69%),
donde se manifiesta Aeromonas, con
dos aislamientos, de los cuales uno de
ellos fue resistente a todos los
antibióticos, mientras que el otro sólo
fue sensible a Piperacilina-Tazobactan,
Amikacina y Sulfametoxazol
Trimetoprim, riesgo potencial para
pacientes inmunosuprimidos y/o
postoperados, ya que este género
además de producir infecciones
gastrointestinal puede estar implicado en
infecciones postoperatorias y/o
bacteriemias. Así mismo, con el cultivo
de Proteus vulgaris con una resistencia
múltiple para las cefalosporinas, agente
potencialmente patógeno en infecciones
urinarias y/o postoperatorias; de igual
manera, se observa una gran tendencia
de la resistencia a los carbapenems en la
mayoría de los cultivos, especialmente
de Klebsiella pneumoniae, Citrobacter
freundii, Sarratia marcescens y E. coli,
hallazgos que se correlacionan con lo
reportado por Guerrero et al. (2008) en
cultivos de bacilos gramnegativos con
resistencia a los carbapenems aislados
de bacteriemias. El compromiso de K.
pneumoniae con infecciones
respiratorias y neumonías es muy común
(Ducel et al., 2003), riesgo de infección
que se agrava cuando la
multirresistencias es expresada por este
microorganismo, como lo ha reportado
van´t Veen et al. (2005) sobre la
presencia de Klebsiella pneumoniae
multirresistente como causal un brote en
cuidados intensivos de un hospital,
donde se reveló la contaminación de la
camilla usada para el transporte del
paciente desde la cama a la mesa de
operaciones.
CONCLUSIONES
La resistencia antibiótica de los bacilos
gramnegativos aislados desde ambientes
intrahospitalarios, en promedio fue del
33%. Se determinó, de esta manera,
| Cátedra Villarreal | V. 4 | No. 1 | enero -junio | 2016 | 111
César Guerrero Barrantes, Alfredo Guillén Oneeglio, Roberto Rojas León, Alberto Díaz Tello, Edix Noriega Romero
una multirresistencia en el 69% de
los cultivos evaluados.
Los grupos microbianos más
frecuentemente resistentes fueron:
Aeromonas spp, Proteus vulgaris,
Citrobacter freundii, Klebsiella
pneumoniae y E. coli.
La
resistencia
antibiótica
más
frecuentemente expresada
por
los
bacilos gramnegativos,
aislados
desde
ambiente
intrahospitalarios
fue
ante:
Ampicilina,
Cefoxitina,
Aztreonan,
Ceftazidima, Ceftriaxona
y Nitrofurantoina.
Los servicios nosocomiales
mayormente contaminados fueron:
Cuidados Intermedios, Medicina
Interna, Cirugía y Neurología.
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