243
ORIGINAL ARTICLE / ARTÍCULO ORIGINAL
LIFE CYCLE AND BIOTIC POTENTIAL OF FASCIOLA HEPATICA IN GALBA TRUNCATULA
CICLO BIOLÓGICO Y POTENCIAL BIÓTICO DE FASCIOLA HEPATICA EN GALBA
TRUNCATULA
1,2 1,3
Paul Iturbe-Espinoza & Flavia Muñiz-Pareja
Abstract
Keywords: biotic potential - cercariae - Fasciola hepatica - Galba truncatula - life cycle - miracidia – rediae.
Suggested citation: Uturbe-Espinoza, P & Muñiz-Pareja, F. 2013. Life cycle and biotic potential of Fasciola hepatica in
Galba truncatula. Neotropical Helminthology, vol. 7, n°2, jul-dec, pp. 243 - 254.
1 Facultad de Ciencias Biológicas. Centro de Investigaciones Parasitológicas Regionales Inka-CIPRI Universidad Nacional de San Antonio Abad de Cusco
Av. La Cultura 733 Cusco
2 3
iturbe555@hotmail.com, fmpegog@yahoo.es
Neotrop. Helminthol., 7(2), 2013
2013 Asociación Peruana de Helmintología e Invertebrados Afines (APHIA)
ISSN: 2218-6425 impreso / ISSN: 1995-1043 on line
Resumen
Palabras claves: cercaria - ciclo biológico - Galba truncatula - Fasciola hepatica - miracidio - potencial biótico - redia.
Fasciola hepatica tiene un ciclo biológico complejo, que incluye un caracol limneido como
intermediario, donde acontece su multiplicación larval partenogenética. Se realizó por ello un
estudio experimental del ciclo de F. hepatica y se estimó su potencial biótico (r) en Galba
truncatula. Habiendo seleccionado 215 de estos caracoles para su infección con miracidios
obtenidos a 26°C, en presencia de luz; se procedió a la disección de cinco caracoles cada tres días,
realizando el seguimiento de la cuantía de estadíos de F. hepatica mediante microscopía de campo
claro, observando características externas y tiempo de desarrollo de miracidios, esporocisto,
redias y cercarias. Resultando que el modelo de crecimiento exponencial es el que mejor se ajusta
a la dinámica de F. hepatica, con un potencial biótico de 6,69%, una media de 203 cercarias por
miracidio y 270 cercarias por caracol.
Fasciola hepatica has a complex life cycle that includes a limnid snail as an intermediate host,
where larval parthenogenetic multiplication occurs. We performed an experimental study of the
life cycle of F. hepatica and estimated its potential biotic (r) in Galba truncatula. We selected 215
of these snails, and infected them with miracidia obtained at 26 ° C in the presence of light. We
proceeded to dissect five snails every three days. By tracking the number of stages of F. hepatica
by light microscopy observing external characteristics and development time of miracidia,
sporocyst, rediae, and cercariae. We noted that the exponential growth model is best suited to the
dynamics of F. hepatica. With a biotic potential of 6.69%, an average of 203 cercariae per
miracidium and 270 cercariae per snail.
Iturbe-Espinoza & Muñiz-Pareja
Life cycle and biotic potential of Fasciola hepatica
244
simple) y gymnocephala (Nasir, 1988; Fried,
1997), Las cercarias de F. hepatica que salen de
la redia no están aún maduras por lo que entran al
hemocele del caracol (Ginetsinskaya, 1988)
para acumular glicógeno de este tejido (Dalton,
1999). Las cercarias emergen después de que el
proceso de acumulación de glicógeno se
complete en 11 días (Ginetsinskaya, 1988). Las
cercarías, abandonan a las redias a partir de su
apertura tocológica y al caracol por su aparato
respiratorio (Quiroz, 2003). Regularmente, las
cercarias emergen entre los 38 a 45 días según
Becerril & Romero (2004), después de 42 a 56
días de infección según Quiroz (2003), y según
Lee et al. (1995) la emergencia de cercarias
puede ocurrir a los 27 días post-infección. El
número de cercarias liberadas no tiene una
distribución uniforme durante el día
(Ginetsinskaya, 1988). La temperatura, la
humedad, el estado de nutrición y edad del
caracol intervienen en la evolución de la
descendencia de F. hepatica, así como cuando se
encuentra en depósitos acuáticos ricos en algas
que en medios secos, fríos y en arroyos claros
(Quiroz, 2003).
Las cercarias originadas a partir de un miracidio
pueden llegar a 600 según Quiroz (2003), entre
500 a 650 según Becerril & Romero (2004) y por
caracol entre 100 a 4000, siendo el número
frecuente 100 (Becerril & Romero, 2004). Las
cercarias liberadas por los caracoles se dirigen
rápidamente a la superficie del agua (Nasir,
1988), presentan fototactismo positivo y
geotactismo negativo (Ginetsinskaya, 1988).
Las cercarias se enquistan envolviéndose en una
cubierta polimérica de quinonas y otras
sustancias mucilaginosas (Carrada, 2007) en
vegetales como el berro o en el agua donde
pierden la cauda transformándose en
metacercarias, usando secreciones de sus
glándulas cistógenas (Fried, 1997), que a las 24 h
de haber enquistado, es infectiva y puede resistir
hasta un año en buenas condiciones de humedad
y temperatura (Ginetsinskaya, 1988; Alcaino &
Apt, 1989) siendo muy sensibles a la desecación
y temperaturas altas, pero soportan temperaturas
bajas, posibilitando así la supervivencia
El potencial biótico (r) es la capacidad intrínseca
de reproducción de cada especie y depende de
propiedades fisiológicas y genéticas
determinadas (Morlans, 2004). Siendo
interesante conocer el potencial biótico de
Fasciola hepatica (Linnaeus, 1758) en
condiciones controladas de laboratorio.
Se tiene la experiencia que a temperatura
constante de 26°C y en presencia de luz, la
eclosión de miracidios se produce en 12 días
(Iturbe & Muñiz, 2010).
Carrada (2007) afirma que el miracidio penetra
al hepatopáncreas mediante acciones histolíticas
y mecánicas. Los tejidos del caracol en las
proximidades directas de la región apical del
miracidio son disueltas (Dalton, 1999),
despojándose de sus placas epiteliales para
transformase en un esporocisto madre de 500
µm (Carrada, 2007) que contiene un número fijo
de células germinales (Ginetsinskaya, 1988). El
esporocisto se reproduce asexualmente por
división mitótica a partir de su pared formando
de 5 a 10 masas germinativas que se convierten
en la primera generación de redias, las cuales se
liberan por rompimiento de las paredes del
cuerpo que aniquila al esporocisto
(Ginetsinskaya, 1988), que a su vez originaran a
la segunda generación de redias, que maduras
miden en promedio 3 mm (Carrada, 2007). Este
proceso de poliembrionía suele tener
generalmente dos generaciones que duran de 25
a 35 días, regulado por la temperatura ambiental
(Carrada, 2007). Aunque puede ocurrir un
periodo de hibernación si las condiciones
medioambientales son desfavorables, estando el
caracol en diapausa, se prolonga el periodo de
emergencia de las cercarias (Rojo & Ferre,
1999), f enó men o de gran interés
epidemiológico. Trabajos realizados al respecto
indican la existencia de hasta cuatro
generaciones de redias, siendo las tres primeras
bipotenciales: rediógenas y cercariógena (con
capacidad de producción de redias y cercarias
respectivamente) y la cuarta generación
unipotencial cercariógena (Ordoñez, 2009).
La cercaria de F. hepatica es leptocerca (cauda
INTRODUCCIÓN
Neotrop. Helminthol., 7(2), 2013
bajo un microscopio estereoscópico, utilizando
el método descrito por Olazabal et al. (1999). Se
observó al estereoscopio y al microscopio de
campo claro, la morfología de esporocistos,
redias, cercarias y metacercarias de F. hepatica,
con especial interés en el hepatopáncreas, riñón
y gónadas. Con la cuantía del número de todos
los estadios larvarios de F. hepatica, se estimó la
función matemática de crecimiento poblacional
y el potencial biótico “r” (Morlans, 2004). Datos
cuantitativos y cualitativos fueron almacenados
en el programa Microsoft Office Excel 2007,
utilizando el software Curve Expert, versión 1,4.
para la interpolación de puntos de la curva de
crecimiento obtenido.
Miracidio
Mediante microscopía de campo claro se
observó algunas características anatómicas
externas del miracidio como su forma ovoide, la
presencia de cilios alrededor de su cuerpo, su
terebratorium y sus placas oculares (Figs. 1),
estas larvas aproximadamente a las 12 h después
de eclosionar perecieron.
Esporocistos
A los tres días post-infección de los caracoles, se
observó a microscopía: Esporocistos en sus
diferentes tejidos, cuyos tamaños y formas son
aún similares al de los miracidios, más la
conservación de su terebrantorium, placas
oculares aun distinguibles y la pérdida parcial de
sus cilios (Fig. 2). A los seis días post-infección,
los esporocistos fueron observados en el
hepatopáncreas del caracol, estos duplicaron su
tamaño, con escasos cilios distinguibles
alrededor de su terebrantorium, asumiendo
formas más circulares y careciendo de manchas
oculares. A los nueve días post-infección los
esporocistos, situados en el hepatopáncreas y/o
también en las células renales y corazón del
caracol, incrementan su tamaño, conteniendo
células germinales en su interior que darán
origen a elementos larvales posteriores mejor
diferenciados, que conservan todavía
distinguibles sus terebratoriums, pero no sus
placas oculares; sin embargo, todavía presentan
invernal. Tomando en cuenta estos aspectos se
realizó un estudio experimental del ciclo de F.
hepatica, proveyéndole como hospedero
intermediario a Galba truncatula (Müller, 1774)
obtenidos de su medio natural, para estimar el
potencial biótico de F. hepatica observando el
desarrollo y propagación de sus estadios larvales
dentro de su hospedador intermediario en
condiciones controladas de laboratorio.
Los caracoles G. truncatula (identificados por
Jean Pierre Pointier) procedieron del arroyo
Rumitabla ubicado 13º 32' 21.9'' LS, 71º 52'
15,6'' LW y 3324 m de altitud en San Jerónimo,
(Cusco-Perú), habiendo sido mantenidos en el
Laboratorio de Parasitología de la Facultad de
Ciencias Biológicas de la Universidad San
Antonio Abad de Cusco, Perú. Se consideró a G.
truncatula población infinita. Se evaluó a un
nivel de confianza del 95%, Zα = 1,96, precisión
de 3%, y un índice de infección experimental de
L. viatrix (Orbigny 1835) por F. hepatica de 70%
de acuerdo a Larrea et al. (2007), estimado en
215 caracoles.
Para la obtención de miracidios se siguió la
metodología utilizada por Iturbe & Muñiz
(2010). Los miracidios fueron distribuidos en
número de cinco en cada pocillo (Num maxisorp
de multiplacas de ELISA), donde se pusieron en
contacto con los caracoles durante dos h,
induciendo así la infección, luego los caracoles
fueron mantenidos en otro acuario en las
condiciones del ambiente del laboratorio,
mensurando la humedad - temperatura con
termo-higrómetro digital, habiéndose
mantenido a una temperatura máxima de 22,7
ºC, y mínima de 16,7 ºC, humedad relativa
promedio de 53%, temperatura en el agua de
16,6 ± 1ºC, disponiendo de iluminación natural
que ingresa por las ventanas del laboratorio, con
fotoperiodo de 12 h, y exposición a 3 h de luz
solar directa.
Los caracoles inoculados con miracidios de F.
hepatica, cada tres días, y a la misma h, uno a
uno fueron diseccionados en grupos de cinco,
MATERIALES Y MÉTODOS
RESULTADOS
245
continúan aumentando de tamaño, al igual que
sus células germinales, destacándose el
rudimento intestinal oscuro.
Cercarias
A los 54 días post-infección se observan las
primeras cercarias que emergieron de las redias
de segunda generación; sin embargo, aun no
están maduras por lo que sus caudas no tienen
movimiento. A los 57 días post-infección aún la
mayoría de redias de segunda generación
mantienen sus embriones inmaduros, pero se
incrementan ejemplares precoces de cercarias
maduras que nadan libres. Los subsiguientes
días los embriones de cercarías adquieren un
color oscuro, y las cercarias libres que van
nadando enérgicamente, gracias a su cauda
desarrollada, mostrando su típicas ventosas y
ciegos intestinales (Fig. 5). Del día 63 al 72 post-
infección, se observa un aumento vertiginoso en
el número de cercarias maduras, que exhiben en
conjunto un movimiento vibratorio al mover sus
c aud a s a l m i s m o t i e mpo q ue e n
aproximadamente una h después de liberadas
intentan enquistar a metacercarias perdiendo la
cauda.
Los días 78 y 81 post-infección, se observan
pequeñas redias de tercera generación, en menor
tamaño y número, el número de cercarias dentro
del caracol disminuye, debido a estas larvas
inician sus salidas al ambiente para poder
enquistar a metacercaria (Fig. 6) y continuar con
su ciclo biológico.
Durante la disección de 25 primeros caracoles,
mostraron un promedio de 1,47 miracidios
exitosos en penetrar al caracol. En 40 caracoles
se observó la mayor cantidad de redias de
primera generación con un promedio de 11,25
por caracol. En 65 caracoles diseccionados, se
obtuvo un promedio de 103 redias de segunda
generación por caracol. Fluctuando la
mortandad entre 9 a 17 caracoles por disección.
Desde los 57 días post-infección hasta los 81
días post-infección, se observaron 4252
cercarias, en los 45 caracoles diseccionados. A
los 72 días post infección se observó la mayor
cantidad de cercarias en los caracoles con un
promedio de 270 cercarias por caracol (Tabla 1)
cilios que poseen movimientos vibratorios en su
parte anterior, alrededor de su terebrantorium. A
los 12 días post-infección, los esporocistos se
alargan, perdiendo sus cilios completamente y
sus órganos perforadores ya no son visibles en el
microscopio biológico de campo claro. A los 15
días post-infección, los esporocistos ya son
maduros, grávidos, alargados y de formas
irregulares. A los 18 días post-infección se
observa que los esporocistos originan la primera
generación de redias, las cuales se liberan por
rompimiento de las paredes del cuerpo que los
contiene por la presión que internamente ejercen
(Fig. 3). Estas redias de primera generación aun
no son reconocibles y sólo se observan células
germinales libres que inician su diferenciación.
Redias
A los 21 días post infección, las células
germinales continúan su diferenciación a redias
libres de primera generación, las cuales se
distinguen por desarrollar un aparato bucal y un
esófago, distinguible por la presencia de dos
grandes células reniformes (Fig.3). A los 24 días
post infección se observa el crecimiento
acelerado de redias, que presentando un par de
pseudópodos anteriores en leve desarrollo y un
par de pseudópodos posteriores como órganos
auxiliares de locomoción, entre las células
renales del caracol. A los 27 días post-infección
las redias de primera generación son
distinguibles por su desarrollado aparato bucal y
pseudópodos. Al día 30 post-infección algunas
redias de primera generación se desgarran en sus
paredes y liberan a redias de segunda generación
que aún son células germinales. Al día 33 post-
infección se observó que estas células
germinales inician su diferenciación en redias de
segunda generación también desarrollando un
aparato bucal.
A los 36 días post infección se apreció redias de
segunda generación, que rápidamente
aumentan de tamaño, tienen una ventosa anterior
oral bien desarrollada, con saco intestinal
rudimentario oscuro, con un par de pseudópodos
y otro par cerca a la porción terminal (Fig. 4).
Hasta aproximadamente el 51 dia post-
infección, las redias de segunda generación
246
Iturbe-Espinoza & Muñiz-Pareja
Life cycle and biotic potential of Fasciola hepatica
Neotrop. Helminthol., 7(2), 2013
Tabla 1. Cuantía de estadios larvales de Fasciola hepatica en función de días post-infección (los valores se muestran
con la media ± el error estándar y el rango).
Larvas de F. hepaticaDías
post-
infecci
ón
Miracidios/
Esporocistos Redias 1 Redias 2 Cercarias/
Metacercarias
Total
de
larvas
3 1,3±0,33 (1-
2) - - - 1,33
6 1±0 (1-1) - - - 1
9 1±0 (1-1) - - - 1
12 2,5±0 (1-4) - - - 2,50
15 1,5±0 (1-2) - - - 1,50
18 - 4,75±0,63 (3-
6) - - 4,75
21 - 5±1,58, (1-9) - - 5
24 - 5.02±0,74 (3-
7) - - 5,2
27 - 8,2±2,39 (3-
17) - - 8,2
30 - 11,25±5 (6-14) - - 11,25
33 - 6±0,5 (1-16) 16,±0 (15-17) - 22
36 - 5±0 (3-7) 30,±8,56 (9-51) - 35
39 - 1,5±0 (1-2) 45,±2,16 (39-49) - 46,50
42 - - 47,3±8.2(31-57) - 47,33
45 - - 65,33±21,17(24-
94) - 65,33
48 - - 70± 3,03 (62-80) - 70
51 - - 77,33±18,9(47-
112) - 77,33
54 - - 103,00±3.6(96-
108 - 103
57 - - 98,50±0 (98-99) 11±0 (10-12) 109,5
60 - 85,50±12,6(49-
112) 30±8,57 (9-51) 115,5
63 - - 22,25±2,02 (18-
28) 110,25±21.02(68-
160) 132,5
66 - - 17±1.7 (14-20) 156,33±23,31(110-
184) 173,33
69 - - 10,67±0,33 (10-
11) 267,67±8,45 (252-
281) 278,33
72 - - - 270±3,03 (262-280) 270
75 - - - 190,33± 11,3(170-
209) 190,33
78 - - - 99±1,53 (97-102) 99
81 - - - 59,6±8 (48-75) 59,67
247
y unas pocas pequeñas redias de tercera
generación, después del día 81, los caracoles
restantes perecieron. En este intervalo de
análisis se encontraron 11 caracoles muertos en
el acuario.
Curva de crecimiento de F. hepatica
Para calcular la curva de crecimiento de F.
hepatica fueron utilizados los promedios de
cada estadío cuantificados en la Tabla 1. Se ha
representando mediante un gráfico de puntos el
crecimiento del número de larvas de F. hepatica
en función de los días de infección en el caracol
hospedador. El modelo de crecimiento
exponencial es el mejor ajustado a la dinámica
de F. hepatica, comprendido entre los 3 y 69 días
post-infección del caracol, que se caracteriza por
una aceleración del crecimiento de la población
rt
y cuya función es del tipo: Nt = Noe
representado por el tamaño de la población al
inicio (N ), una tasa intrínseca de crecimiento
0
(r), un tiempo de retardo (t) y una población al
final (Nt). Mediante una transformación lineal,
se tomaron los logaritmos neperianos, para
convertir el problema en una cuestión de
regresión lineal: In (Nt) = rt + In (No). Usando
esta forma lineal de la regresión exponencial se
obtuvo la ecuación final que modela el sistema:
0,06693 t
N = 2,3965 e , que presenta un coeficiente
t2
de precisión de la curva R = 0.98±12,81, que fue
estadísticamente significativo en relación a la
interpolación de puntos. Con la aplicación de
esta función exponencial, se puede inferir la
cantidad de larvas de F. hepatica para cualquiera
de los días post-infección.
Potencial biótico
El potencial biótico (r) de F. hepatica, para una
población inicial N = 2,3965 de miracidios,
o
obtuvo un potencial biótico r = 6,69 % por día.
Tomando en consideración los datos de la Tabla
1, se infiere que la producción neta de cercarias
por miracidio exitoso en evolucionar a
esporocisto es de 203 cercarias en este modelo
experimental ejecutado.
El modelo exponencial resultante está
compuesto por cuatro fases diferenciadas. La
primera presenta un carácter casi lineal y
representa el número de esporocistos; mientras
que, la segunda fase, muestra un aumento en el
crecimiento, representado por la generación de
redias de primera generación; en la tercera fase
el crecimiento se hace mayor, representado por
la multiplicación de redias de segunda
generación; y en la última fase el crecimiento es
vertiginoso, representado por la generación de
cercarias. La transición que tiene lugar entre las
cuatro fases de crecimiento se denominan punto
de inflexión de la curva, siendo necesario
realizar las curvas de crecimiento entre estos
puntos individualmente:
El crecimiento del número de redias de primera
generación de F. hepatica del 15 a 30 día post-
infección, se puede expresar mediante la
rt
ecuación Nt = Noe , los valores de sus
coeficientes constantes son: No =2.1804 y r
=0,1097, el error estándar de la curva es de
2
1.4805 y su coeficiente de determinación de r =
0,93. Luego de los cuales la población empieza a
decrecer.
El crecimiento del número de redias de segunda
generación de F. hepatica desde el día 30 hasta el
54 post-infección, se puede expresar mediante la
rt
ecuación Nt = Noe , los valores de sus
coeficientes constantes son: No =18,6306 y r =
0,0718, el error estándar de la curva es de
2
9,7486 y su coeficiente de correlación R = 0,95.
Luego de los cuales la población empieza a
decrecer.
El crecimiento del número de cercarias de F.
hepatica desde el día 54 hasta el 69 post-
infección, se puede expresar mediante la
rt
ecuación Nt = Noe , los valores de sus
coeficientes constantes son: No =29,4370 y r =
0,1304. El error estándar de la curva es de
2
41,3448 y su coeficiente de determinación de r =
0,9451. Luego del cual, la población de larvas
dentro del caracol empieza a decrecer debido a
la emergencia de las cercarias para continuar su
ciclo vital.
248
Iturbe-Espinoza & Muñiz-Pareja
Life cycle and biotic potential of Fasciola hepatica
Neotrop. Helminthol., 7(2), 2013
Órgano
perforador
Mancha
ocular
Figura 1. Miracidio de Fasciola hepatica en agua a 640 X. Figura 2. Esporocisto de hepatica, 400X.Fasciola
Redias
Figura 3. Esporocisto desgarrado y redia de primera
generación de Fasciola , 100X.hepatica Figura 4. Redia de segunda generación de hepatica,
100X. Fasciola
Células
germinales
Pseudopodos
Ventosa
oral
Figura 5. Cercarias maduras de hepatica, 40X.Fasciola Figura 6. Metacercaria de hepatica, 400X.Fasciola
249
Días post-infección
Número de larvas de F. hepatica
0 3 6 9 12 15 18 21 24 27 30 33 36 39 42 45 48 51 54 57 60 63 66 69 72 75
0
51
102
153
204
255
306
Esporocistos
Redias de primera generación
Redias de segunda generación
Cercarias
Figura 7. Interpolación de puntos de la multiplicación partenogenética de larvas de Fasciola hepatica, en el modelo de
crecimiento exponencial en Galba truncatula.
Días post.infección (15 - 30)
Redias de primera generación
0 3 6 9 12 15
0.0
2.1
4.1
6.2
8.3
10.3
12.4
Figura 8. Crecimiento de redias de primera generación de Fasciola hepatica en Galba truncatula.
250
Iturbe-Espinoza & Muñiz-Pareja
Life cycle and biotic potential of Fasciola hepatica
Neotrop. Helminthol., 7(2), 2013
Días post-infección (30 - 54)
Redias de segunda generación
0 3 6 9 12 15 18 21 24 27
0.00
18.88
37.77
56.65
75.53
94.42
113.30
Figura 9. Crecimiento de redias de segunda generación de Fasciola hepatica en Galba truncatula
Días post-infección (54 - 69)
0 3 6 9 12 15 18
0.00
49.50
99.00
148.50
198.00
247.50
297.00
Número de cercarias
251
Figura 10. Crecimiento de cercarias de Fasciola hepatica en Galba truncatula.
En la presente investigación se reconfirmó que
los huevos de F. hepatica incubados en presencia
de luz a 26°C, desarrollan a los 11 días,
eclosionando los miracidios, resultado próximo
al de Quiroz (2003) que indica nueve días a la
misma temperatura. Entre las características que
se observaron a microscopía del miracidio están
el epitelio cubierto por largos cilios, un
terebratorium en su parte anterior, que
concuerdan con lo observado por Koie et al.
(1976), observándose además un par de placas
fotosintéticas indicadas por Quiroz (2003),
Euzéby (2001), Athías (1999), Cordero del
Campillo et al. (1999) y Thomas & Leukart
(1986) (Fig 1).
A los 15 días post-infección se observó que el
esporocisto por partenogénesis origina redias,
que se liberan rompiendo las paredes que los
contienen, como indica Ginetsinskaya (1988),
quien además indica que a partir de la pared se
forman de 5 a 10 masas germinativas que se
convierten en redias germinales, en el presente
diseño experimental, se calculó un promedio de
11,25 redias de primera generación por cada
esporocisto, Aunque Rondelaud & Barthe
(1987), mencionan que la productividad del
esporocisto, medido por el número de redias y el
número de cercarias en una redia, es relativo al
tamaño de los caracoles infectados.
Dalton (1999) indica que cada generación de
redias está compuesta de cohortes por ejemplo:
primera, segunda, tercera, etc. Mediante las
condiciones controladas del laboratorio, se pudo
observar mayoritariamente sólo dos
generaciones, y escasas pequeñas redias de
tercera generación, después del día 81 post-
infección.
El período prepatente (antes de la emergencia de
cercarias), duró entre los días 54 y 57 días post-
infección, y es considerado estándar cuando es
comparado con estudios similares en los que se
señala 48 a 58 días (Mas-coma et al., 2001) en
laboratorio, con material biológico procedente
del Altiplano boliviano; y Rondelaud & Barthe
(1987), en caracoles L. truncatula (=Galba
truncatula) al ambiente, en Europa. Sin
embargo Carrada (2007) en México, indica que
el proceso de poliembrionía suele tener
generalmente dos generaciones que duran de 25
a 35 días y está regulada por la temperatura
ambiental, afirmación coincidente con lo
indicado por Lee et al. (1995), quien asevera que
la producción total de metacercarias en
caracoles L. viridis es influenciada por la
temperatura durante la infección, indicando que
la liberación de cercarias se inicia al día 27 post-
infección y los caracoles infectados con tres o
cinco miracidios producen más metacercarias
que los infectados con un solo miracidio, en
contraste la liberación de cercarias en este
estudio se dio a los 54 días post-infección, sin
embargo se observó que las primeras cercarias
aun no estaban maduras teniendo a sus caudas
sin propulsión. A los 57 días post-infección se
observó mayor cantidad de cercarias maduras
libres, que tienen la capacidad de poder nadar,
aunque la mayoría de redias de segunda
generación mantienen sus embriones aun
inmaduros, este retardo en la emergencia de
cercarias podría deberse a las condiciones
ambientales diferentes en la que los caracoles
fueron mantenidos, referidos a temperatura,
humedad y presión atmosférica, considerando lo
que indica Mas-coma et al. (2001) como
estrategias asociadas a la adaptación a
condiciones de altura. Las especies europeas de
limneidos como G. truncatula, tienen un periodo
de vida post-infección de 70 días (Rondelaud &
Barthe, 1987; Mas-coma et al., 2001) y en
limneidos americanos hasta los 119 días para L.
viatrix (Mas-coma et al., 2001). En el presente
estudio, los caracoles perecieron entre los 84 y
92 días después de la infección. Los caracoles
mueren durante el periodo de liberación de
cercarias, este periodo de emergencia es muy
corto, Rondelaud & Barthe (1987) observaron a
102 caracoles el primer día, el número se redujo
drásticamente a 56 en el segundo día y
subsecuentemente decrece en el día 76 a 4
caracoles.
El potencial biótico es el valor máximo de
crecimiento poblacional que se alcanza cuando
las condiciones son óptimas para una población.
F. hepatica es un parásito complejo y
DISCUSIÓN
252
Iturbe-Espinoza & Muñiz-Pareja
Life cycle and biotic potential of Fasciola hepatica
Neotrop. Helminthol., 7(2), 2013
“avanzado” (Carrada, 2007). El miracidio,
encuentra la especie de limneido adecuada, e
inicia una “explosión reproductiva” en cadena,
es decir, las redias madres existentes dentro del
esporocisto son liberadas y de inmediato
comienzan a generarse las redias hijas.
Finalmente, salen las cercarias bien
diferenciadas (Becerril & Romero, 2004;
Carrada, 2007). El modelo de crecimiento
rt
exponencial N=N e es el que mejor se ajustó a
t o
esta dinámica de F. hepatica, comprendido entre
los 3 y 69 días post-infección del caracol en el
presente diseño experimental, calculándose una
producción media de 203 cercarias originadas
por miracidio exitoso en infectar al caracol
hospedador y 270 cercarias emitidas por caracol,
similar a lo establecido por Dreyfuss &
Rondelaud, (1994), que estiman 238,5 cercarias
emitidas por caracol, indicando además que el
número de cercarias emitidas es independiente
del número de miracidios usados en la infección
por caracol, cercano a los indicado por Mas-
coma et al.(2001) quien calcula de 384 a 562
cercarias producidas por caracoles del norte
altiplánico de Bolivia, siendo diferente en L.
cubensis en la que Olazabal et al. (1999) obtiene
31,6 cercarias por caracol, Lee et al. (1995)
encuentran en invasiones artificiales de
Lymnaea viridis (Quoy & Gaimard, 1832) en
Corea del Sur, un máximo de 1220 cercarias por
miracidio a una temperatura de 20ºC con una
mortalidad de 42,2 % de caracoles, en los cuales
los efectos patógenos de las larvas de F. hepatica
implican cambios histopatológicos
incrementando el metabolismo a causa de que
las reservas de glicógeno en las glándulas
digestivas y musculares del pie del caracol se
reducen. Destruyendo también el tejido
conectivo y de las glándulas digestivas
(Preveraud-Sindou et al., 1994), y la destrucción
del sistema reproductivo asociado con una
atrofia temporal de glándulas reproductivas.
Se concluye que el modelo de crecimiento
exponencial es el que mejor se ajusta a la
dinámica de F. hepatica en el limneido G.
truncatula; siendo su potencial biótico r =
6,6932 % por día; se sugiere tomar el diseño
experimental de esta investigación con otras
especies de limneidos de la región, para obtener
mayor información de la dinámica poblacional
de F. hepatica; de la susceptibilidad de los
caracoles a contraer la infección; obtener todos
los estadios del ciclo biológico de F. hepatica en
laboratorio y poder idear pruebas de control.
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
Alcaino, H & Apt W. 1989.
Athías, A. 1999.
Becerril, F & Romero, C. 2004.
Carrada, T. 2007.
Cordero del Campillo, M, Rojo F, Martínez, A,
Sánchez, C, Hernández, S, Navarrete, J,
Díez, P, Quiroz, H & Carvalho M. 1999.
Dalton, JP. 1999.
Dreyfuss, G & Rondelaud, D. 1994.
Euzéby, J. 2001.
Fried, B. 1997.
Ginetsinkaya, T. 1988.
Iturbe, P & Muñiz, F. 2010.
Koie, M., Christensen, N. O. & Nansen, P. 1976.
Algunos
antecedentes sobre fasciolosis animal y
humana Monografías de Medicina
Veterinaria, vol. 11, pp.14-29. ra
Parasitología clínica. 3 Ed.
Mediterráneo. Santiago de Chile, Chile.
Parasitología
Médica. Ed. Mc Graw Hill, México.
F. hepatica; Ciclo biológico y
potencial biológico. Revista Mexicana de
Patología Clínica, vol. 54, pp. 21-27.
Parasitología Veterinaria. Ed. Mc Grau
Hill Interamericana. Madrid, España.
Fasciolosis. Ed. CABI
Publishing. Dublin City University,
Republic of Irelands. Fasciola
hepatica: a study of the shedding of
cercariae from Lymnaea truncatula raised
under constant conditions of temperature
and photoperiod. Parasite, vol.1, pp. 401-
404. Los parásitos de las carnes. Ed.
Acribia S. A., Zaragoza, España.
An overview of the biology of the
Trematodes, Ed. In Chief. CRC Pres, Boca
Raton, Florida, EEUU. pp. 1-30.
Trematodes, their life
cycles, byology and evolucion. Amerind
Publishing Co. Pvt. Ltd. New Delhi.
Desarrollo de
huevos de Fasciola hepatica a partir de
huevos aislados de la vesícula biliar de
ovinos y vacunos, expuestos a luz y
oscuridad. Neotropical Helminthology,
vol. 5, pp. 89-93.
Stereoscan studies of eggs, free-swimming
253
and penetrating miracidia and early
sporocysts of F. hepatica. Parasitology
Research, vol. 51, pp. 79-90.
Hospederos
intermediarios de F. hepatica en el Perú.
Revista Horizonte Médico, vol. 7, pp. 39-
46. Metacercarial
production of Lymnaea viridis
experimentally infected with F. hepatica.
Parasitology Research, vol. 58, pp. 313-
318. Medical and
economic malacology. Academic Press,
New York, U. S. A.
Fasciola hepatica and lymnaeid snails
occurring at very high altitude in South
America. Parasitology, vol. 123, pp. 115-
127. Introducción a la ecología
de poblaciones. Área Ecología -Editorial
Científica Universitaria - Universidad
Nacional de Catamarca.
British Freshwater Cercarie.
Universidad del Oriente. Cumana. Edo
Sucre, Venezuela.
Obtención de metacercarias de
Fasciola hepatica en Lymnaea cubensis y
relación parásito hospedero en ratas
Wistar y ratones Balb/c. Revista
Veterinaria de México, vol. 30, pp 102-
109. Fasciolosis crónica
avanzada: análisis del desarrollo del
parásito adulto y de la oviposición en el
modelo experimental Wistar. Tesis
Doctoral, Departamento de Biología
Larrea, H, Flórez, M, Vivar, R, Huamán, P &
Velásquez, P. 2007.
Lee, C, Cho, S & Lee, C. 1995.
Malek, E & Cheng, T. 1974.
Mas-Coma, S., Funatsu, I. & Bargues, M. 2001.
Morlans, MC. 2004.
Nasir, P. 1988.
Olazabal, E, Morales, A, Serrano, P & Brito, E.
1999.
Ordoñez, D. 2009.
Celular i Parasitología, Facultad de
Farmacia, Universidad de Valencia,
España.
Comparison of the
migrations of Fasciola hepatica
sporocysts in Lymnaea truncatula and
other related snail families. Parasitology
Research, vol. 80, pp. 342-345.
Parasitología y enfermedades
parasitarias de animales domésticos. Ed.
Limusa, España. Parasitosis hepáticas
en Parasitología Veterinaria Ed. Mc
Graw-Hill Interamericana Madrid.
F. hepatica L.:
the productivity of a sporocyst as a
function of the size of Lymnaea truncatula
Muller. Parasitology Research, vol. 74,
pp. 155-160. Fasciolasis,
Ed. Elsevier, D. F. México. ra
Parasitología Animal II. 3
Ed. University Park Press, Baltimore,
Maryland, U.S.A.
Preveraud-Sindou, M, Dreyfuss, G &
Rondelaud, D. 1994.
Quiroz, H. 2003.
Rojo, F & Ferré, I. 1999.
Rondelaud, D & Barthe, D. 1987.
Thomas, A & Leuckart, L. 1986.
Wilford, O. 1977.
Correspondence to author/ Autor para
correspondencia:
Paul Iturbe-Espinoza
Facultad de Ciencias Biológicas. Centro de
Investigaciones Parasitológicas Regionales Inka-
CIPRI Universidad Nacional de San Antonio Abad
de Cusco. Av. La Cultura 733 Cusco, Perú.
E-mail / Correo electrónico:
iturbe555@hotmail.com
Received October 31, 2012.
Accepted June 20, 2013.
254
Iturbe-Espinoza & Muñiz-Pareja
Life cycle and biotic potential of Fasciola hepatica
