Neotrop. Helminthol., 6(2), 2012
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número posible, haciendo uso de una pinza y se
trató de no dañar a los caracoles. Se estimó la
abundancia de caracoles, mediante la captura por
unidad de esfuerzo (CPUE) (Prepelitchi, 2009),
equivalente a 60 min de trabajo, e in situ
colocándolos en la palma de la mano enguantada
para constatar su orientación dextrógira. Se
pasaron uno a uno al recipiente plástico, con agua
del sitio de colecta, marbetados con la fecha y el
lugar de muestreo y se llevaron al Laboratorio de
Parasitología C-224 de la Facultad de Ciencias
Biológicas; situados en la Ciudad Universitaria de
Perayoc, Av. de la Cultura 733, Cusco, Perú, para
su observación microscópica y verificación de la
orientación dextrógira de la concha, su forma
globosa y carencia de opérculo (Llop et al., 2001),
más la merística conquilógica de 30 ejemplares
elegidos al azar: LC = Largo de concha, AC =
Ancho de concha, LA = Largo de abertura, AA =
Ancho de abertura y LE = Largo de espira (Bargues
et al., 2007). Posteriormente fueron introducidos
en un vial conteniendo alcohol etílico al 70% y
enviados al Laboratorio de Biología Marina y
Malacología de la Universidad de Perpignan,
Francia, para su identificación molecular,
correspondiendo según las observaciones hechas
por Pointier a G. truncatula. Para cumplir con el
tamaño muestral se consideró un nivel de
confianza del 95%, Z = 1,96, una precisión de 3%,
α
y el índice infección experimental de L. viatrix por
F. hepatica en Perú, que es del 70% de acuerdo a
Larrea et al. (2007), resultando 215 caracoles para
iniciar la inducción a infección que se cultivaron
en un acuario de 20 x 40 x 25 cm, con oxigenador
eléctrico y 3,5 L de agua declorada,
-1
complementada con nitrato a 0,13 g·L , calcio a
-1
0,92 g·L modificando la composición del sustrato
propuesto por Sánchez et al. (1995), fragmento de
roca, más algas de los géneros Oscillatoria
(Vaucher ex Gomont, 1892) y Spirogyra (Link,
1820) y plántulas de Nasturtium officinale (R. Br.
in W.T. Aiton, 1812) de su biotopo natural,
compensando la pérdida cada cuatro días, en
condiciones de temperatura y humedad del
ambiente del laboratorio, mensurando éstas con
termo-higrómetro digital, correspondiendo a
temperatura máxima de 22,7ºC, y mínima de
16,7ºC, humedad relativa promedio de 53%,
temperatura en el agua de 16,6 ± 1ºC. Se dispuso de
la iluminación natural que ingresa por las ventanas
del laboratorio, con fotoperiodo de 12 h, y
exposición a 3 h de luz solar directa.
Se descartaron los caracoles infectados
naturalmente, identificándolos por poseer mayor
tamaño (gigantismo) (Wilson & Denison, 1980;
Ginetsinskaya, 1988; Dalton, 1999), teniendo en
cuenta que los limneidos colectados provienen de
una zona hiperendémica de fasciolosis. Se
diseccionó 50 caracoles mediante la técnica de
Olazabal et al. (1999), que consiste en situar al
caracol en una placa Petri, añadir 3 mL de agua
corriente, comprimir al molusco con una pinza, y
con ayuda de agujas enmangada observar a
estereoscopía y microscopía los estadíos larvales
de F. hepatica en la masa interna del caracol, con
especial interés en el glándula digestiva, riñón y
gónadas. Hallándolos sólo en caracoles de más de 9
mm de longitud correspondiendo al 2% de
caracoles infectados en el biotipo de procedencia,
por lo que se utilizó caracoles limneidos de una
longitud menor, en el rango de 3,5 a 7 mm para ser
utilizados en la infección inducida.
Para la obtención de miracidios se siguió la
metodología utilizada por Iturbe & Muñiz (2010).
Se colectaron los huevos de F. hepatica de la
vesícula y el conducto biliar de tres hígados de
ovinos con fasciolosis, sacrificados en el Camal
Municipal de San Jerónimo, durante el mes de
enero del 2011, se tamizaron y se lavaron en agua
3
hervida enfriada, se colocaron 20 cm del
sedimento en cada placa Petri por triplicado, a una
temperatura constante de 26°C y en presencia de
una lámpara eléctrica de 25 watts encendida como
fuente de luz constante, agregando agua hervida
enfriada para su compensación.
A once días de incubación, próximo a la eclosión de
miracidios, los huevos de F. hepatica embrionados
fueron vistos en el microscopio estereoscópico y
con la ayuda de una jeringa descartable de 1 mL de
volumen con aguja de 0,40 x 13 mm, fueron
distribuidos en número de cinco por pocillo (Placa
Nummaxisorp - ELISA). Se observaron al día
siguiente la eclosión de los miracidios, ya
distribuidos en cada pocillo. Para facilitar la
infección los caracoles fueron estresados (Abrous
et al., 2001), sometiéndolos a agua fría (6ºC) por 15
min, luego fueron distribuidos individualmente
con ayuda de una pinza en cada pocillo, que
contenía a los miracidios de aproximadamente 1,5
h de eclosión (capacidad óptima del miracidio).
Para facilitar el contacto después de 2 h se verificó