
Neotrop. Helminthol., 6(2), 2012
213
número posible, haciendo uso de una pinza y se 
trató  de  no  dañar a  los caracoles.  Se  estimó  la 
abundancia de caracoles, mediante la captura por 
unidad de  esfuerzo  (CPUE) (Prepelitchi,  2009), 
equivalente  a  60  min  de  trabajo,  e  in  situ 
colocándolos en la palma de la mano enguantada 
para    constatar  su  orientación    dextrógira.  Se 
pasaron uno a uno al recipiente plástico, con agua 
del sitio de colecta,  marbetados con la fecha y el 
lugar de muestreo y se llevaron al Laboratorio de 
Parasitología  C-224  de  la  Facultad  de  Ciencias 
Biológicas; situados en la Ciudad Universitaria de 
Perayoc, Av. de la Cultura 733, Cusco, Perú, para 
su observación microscópica y verificación de la 
orientación  dextrógira  de  la  concha,  su  forma 
globosa y carencia de opérculo (Llop et al., 2001), 
más la merística conquilógica de 30 ejemplares 
elegidos al  azar: LC  =  Largo de  concha, AC = 
Ancho de concha, LA = Largo de abertura, AA = 
Ancho de abertura y LE = Largo de espira (Bargues 
et al., 2007). Posteriormente fueron introducidos 
en un vial conteniendo alcohol etílico al 70% y 
enviados  al  Laboratorio  de  Biología  Marina  y 
Malacología  de  la  Universidad  de  Perpignan, 
Francia,  para  su  identificación  molecular, 
correspondiendo según las observaciones hechas 
por Pointier  a G. truncatula.  Para cumplir con el  
tamaño  muestral  se  consideró  un  nivel  de 
confianza del 95%, Z  = 1,96, una precisión de 3%, 
α
y el índice infección experimental de L. viatrix por 
F. hepatica en Perú, que es del 70% de acuerdo a 
Larrea et al. (2007),  resultando 215 caracoles para 
iniciar la inducción a infección que se cultivaron   
en un acuario de 20 x 40 x 25 cm, con  oxigenador 
eléctrico  y  3,5  L  de  agua  declorada, 
-1
complementada con nitrato a 0,13 g·L , calcio a 
-1 
0,92 g·L  modificando la composición del sustrato 
propuesto por Sánchez et al. (1995), fragmento de 
roca,  más  algas  de  los  géneros  Oscillatoria 
(Vaucher  ex  Gomont,  1892)  y  Spirogyra  (Link, 
1820) y plántulas de Nasturtium officinale (R. Br. 
in  W.T.  Aiton,  1812)  de  su  biotopo  natural, 
compensando  la  pérdida  cada  cuatro  días,  en 
condiciones  de  temperatura  y  humedad  del 
ambiente del  laboratorio,  mensurando éstas  con 
termo-higrómetro  digital,  correspondiendo  a 
temperatura  máxima  de  22,7ºC,  y  mínima  de 
16,7ºC,  humedad  relativa  promedio  de  53%, 
temperatura en el agua de 16,6 ± 1ºC. Se dispuso de 
la iluminación natural que ingresa por las ventanas 
del  laboratorio,  con  fotoperiodo  de  12  h,  y 
exposición a 3 h de luz solar directa. 
Se  descartaron    los  caracoles  infectados 
naturalmente, identificándolos por poseer mayor 
tamaño (gigantismo)  (Wilson  &  Denison, 1980; 
Ginetsinskaya, 1988; Dalton, 1999), teniendo en 
cuenta que los limneidos colectados provienen de 
una  zona  hiperendémica  de  fasciolosis.  Se 
diseccionó  50  caracoles  mediante  la  técnica  de 
Olazabal et al. (1999), que consiste en situar al 
caracol en una placa Petri, añadir 3 mL de agua 
corriente,  comprimir al molusco con una pinza, y 
con  ayuda  de  agujas  enmangada  observar  a 
estereoscopía y microscopía los estadíos larvales 
de F. hepatica en la masa interna del caracol, con 
especial interés en el glándula digestiva, riñón y 
gónadas. Hallándolos sólo en caracoles de más de 9 
mm  de  longitud  correspondiendo  al  2%  de 
caracoles infectados en el biotipo de procedencia, 
por lo que se utilizó caracoles limneidos de una 
longitud menor, en el rango de 3,5 a 7 mm para ser 
utilizados en la infección inducida.
Para  la  obtención  de  miracidios  se  siguió  la 
metodología utilizada por Iturbe & Muñiz (2010). 
Se  colectaron  los  huevos  de  F.  hepatica  de  la 
vesícula y el conducto biliar de  tres  hígados de 
ovinos con fasciolosis, sacrificados en el Camal 
Municipal  de  San  Jerónimo,  durante  el  mes  de 
enero del 2011, se tamizaron y se lavaron en agua 
3
hervida  enfriada,  se  colocaron  20  cm   del 
sedimento en cada placa Petri por triplicado, a una 
temperatura constante de 26°C y en presencia de 
una lámpara eléctrica de 25 watts encendida como 
fuente de luz constante, agregando agua hervida 
enfriada para su compensación.
A once días de incubación, próximo a la eclosión de 
miracidios, los huevos de F. hepatica embrionados 
fueron vistos en el microscopio estereoscópico  y 
con la ayuda de una jeringa descartable de 1 mL de 
volumen  con  aguja  de  0,40  x  13  mm,  fueron 
distribuidos en número de cinco por pocillo (Placa 
Nummaxisorp  -  ELISA).  Se  observaron  al  día 
siguiente  la  eclosión  de  los  miracidios,  ya 
distribuidos  en  cada  pocillo.  Para  facilitar  la 
infección los caracoles fueron estresados  (Abrous 
et al., 2001), sometiéndolos a agua fría (6ºC) por 15 
min,  luego  fueron  distribuidos  individualmente 
con  ayuda  de  una  pinza  en  cada  pocillo,  que 
contenía a los miracidios de aproximadamente 1,5 
h de eclosión (capacidad óptima del miracidio).
Para facilitar el contacto después de 2 h se verificó